이 가이드라인은 화학의약품 및 생물의약품 정량을 위한 생체시료 분석법의 밸리데이션과 시험 시료 분석에의 적용에 관한 권고사항을 제공하기 위한 것이다. 이 가이드라인에 제시된 원칙을 준수하면 화학의약품과 생물의약품 모두의 개발 및 시판 승인을 뒷받침하는 생체시료 분석 데이터의 품질과 일관성이 보장될 것이다.

This guideline is intended to provide recommendations for the validation of bioanalytical methods for chemical and biological drug quantification and their application in the analysis of study samples. Adherence to the principles presented in this guideline will ensure the quality and consistency of the bioanalytical data in support of the development and market approval of both chemical and biological drugs.

생체시료 분석법 밸리데이션의 목적은 분석법이 의도한 목적에 적합함을 입증하는 것이다. 적절한 과학적 근거가 제시되면 이 가이드라인의 권고사항과 다르게 하는 것도 허용될 수 있다. 신청자는 대체 접근방식을 제안하거나 채택하는 경우 분석법 밸리데이션 접근방식의 중대한 변경에 관하여 규제당국과 협의할 것이 권장된다.

The objective of the validation of a bioanalytical method is to demonstrate that it is suitable for its intended purpose. Changes from the recommendations in this guideline may be acceptable if appropriate scientific justification is provided. Applicants are encouraged to consult the regulatory authority(ies) regarding significant changes in method validation approaches when an alternate approach is proposed or taken.

생체 매트릭스 중 화학의약품 및 생물의약품과 그 대사체의 농도 측정은 의약품 개발의 중요한 측면이다. 이러한 분석법을 사용한 시험의 결과는 의약품의 안전성 및 유효성에 관한 규제 결정에 기여한다. 따라서 규제 결정을 뒷받침하는 신뢰할 수 있는 데이터를 보장하기 위하여, 사용하는 생체시료 분석법은 충분히 특성분석되고 적절히 밸리데이션되며 문서화되어 있어야 한다.

Concentration measurements of chemical and biological drug(s) and their metabolite(s) in biological matrices are an important aspect of drug development. The results of studies employing such methods contribute to regulatory decisions regarding the safety and efficacy of drug products. It is therefore critical that the bioanalytical methods used are well characterised, appropriately validated and documented in order to ensure reliable data to support regulatory decisions.

이 가이드라인은 해당되는 경우 동물시험에 관한 3Rs(감소(Reduce), 개선(Refine), 대체(Replace)) 원칙에 따른 의약품 개발을 촉진하고자 한다.

This guideline intends to facilitate development of drugs in accordance with the principles of 3Rs (Reduce, Refine, Replace) for animal studies, where valid.

이 가이드라인은 규제 결정을 뒷받침할 것으로 예상되는 생체시료 분석법의 밸리데이션과 시험 시료 분석을 기술한다. 이 가이드라인은 규제 제출 자료에서, GLP 원칙에 따라 수행된 비임상 독성동태(TK) 시험, 임상시험의 대리 시험으로 수행된 비임상 약동학(PK) 시험, 그리고 비교 생체이용률/생물학적 동등성(BA/BE) 시험을 포함한 모든 단계의 임상시험에서 얻은 생체시료(예: 혈액, 혈장, 혈청, 기타 체액 또는 조직) 중 화학의약품 및 생물의약품과 그 대사체의 농도를 측정하는 데 사용하는 생체시료 분석법에 적용된다. 규제 제출 자료를 뒷받침하고자 하는 주 매트릭스에 대해서는 완전 밸리데이션이 요구된다. 추가 매트릭스는 필요에 따라 밸리데이션하여야 한다.

This guideline describes the validation of bioanalytical methods and study sample analysis that are expected to support regulatory decisions. The guideline is applicable to the bioanalytical methods used to measure concentrations of chemical and biological drug(s) and their metabolite(s) in biological samples (e.g., blood, plasma, serum, other body fluids or tissues) obtained in nonclinical toxicokinetic (TK) studies conducted according to the principles of GLP, nonclinical pharmacokinetic (PK) studies conducted as surrogates for clinical studies, and all phases of clinical trials, including comparative bioavailability/bioequivalence (BA/BE) studies, in regulatory submissions. Full method validation is expected for the primary matrix intended to support regulatory submissions. Additional matrices should be validated as necessary.

규제 승인을 위해 제출하지 않거나 안전성, 유효성 또는 표시기재에 관한 규제 결정에 고려되지 않는 시험(예: 탐색적 연구)의 경우, 신청자는 자체 내부 의사결정을 뒷받침하는 적격성 평가 수준을 정할 수 있다.

For studies that are not submitted for regulatory approval or not considered for regulatory decisions regarding safety, efficacy or labelling (e.g., exploratory investigations), applicants may decide on the level of qualification that supports their own internal decision making.

이 가이드라인의 내용은 리간드 결합 분석(LBA)과, 일반적으로 질량분석(MS) 검출과 함께 사용하는 액체크로마토그래피(LC) 또는 기체크로마토그래피(GC) 등 크로마토그래피 분석법에 의한 정량 분석에 적용된다.

The information in this guideline applies to the quantitative analysis by ligand binding assays (LBAs) and chromatographic methods such as liquid chromatography (LC) or gas chromatography (GC), which are typically used in combination with mass spectrometry (MS) detection.

비임상시험관리기준(GLP) 또는 GCP(의약품 임상시험 관리기준)의 적용을 받는 시험의 경우, 시험 시료의 생체시료 분석도 해당 요건에 부합하여야 한다.

For studies that are subject to Good Laboratory Practice (GLP) or Good Clinical Practice (GCP) the bioanalysis of study samples should also conform to their requirements.

바이오마커의 생체시료 분석과 면역원성 평가에 사용하는 생체시료 분석법은 이 가이드라인의 적용 범위에 포함되지 않는다.

The bioanalysis of biomarkers and bioanalytical methods used for the assessment of immunogenicity are not within the scope of this guideline.

생체시료 분석법 개발의 목적은 분석법의 설계, 운용 조건, 한계 및 의도한 목적에 대한 적합성을 정하고, 분석법이 밸리데이션을 할 준비가 되었음을 보장하는 것이다.

The purpose of bioanalytical method development is to define the design, operating conditions, limitations and suitability of the method for its intended purpose and to ensure that the method is ready for validation.

생체시료 분석법을 개발하기 전이나 개발하는 동안, 신청자는 가능하다면 대상 분석물질(예: 약물의 물리화학적 특성, 시험관내 및 생체내 대사, 적혈구와 혈장 사이의 우선 분포, 단백질 결합)을 이해하고, 적용할 수 있는 기존 분석법의 측면을 고려할 것이 권장된다.

Before or during the development of a bioanalytical method, the applicant is encouraged to, if feasible, understand the analyte of interest (e.g., the physicochemical properties of the drug, in vitro and in vivo metabolism, preferential distribution between red blood cells and plasma, and protein binding) and consider aspects of any prior analytical methods that may be applicable.

분석법 개발은 분석물질의 정량에 관련된 절차와 조건을 확인하는 것을 포함한다. 분석법 개발에는 다음 생체시료 분석 요소의 특성분석이 포함될 수 있다: 표준품, 핵심 시약, 검량선, QC 시료(QC), 선택성 및 특이성, 감도, 정확성, 정밀성, 회수율, 분석물질의 안정성, 최소 요구 희석배수(MRD).

Method development involves identifying the procedures and conditions involved with quantifying the analyte. Method development can include the characterisation of the following bioanalytical elements: reference standards, critical reagents, calibration curve, quality control samples (QCs), selectivity and specificity, sensitivity, accuracy, precision, recovery, stability of the analyte, minimum required dilution (MRD).

생체시료 분석법 개발에는 광범위한 기록 유지나 기재가 요구되지 않는다. 분석법이 개발되고 나면, 생체시료 분석법 밸리데이션을 통해 그 분석법이 시험 시료의 분석에 적합함을 입증한다.

Bioanalytical method development does not require extensive record keeping or notation. Once the method has been developed, bioanalytical method validation proves that the method is suited to the analysis of the study samples.

비임상 또는 임상 시험 시료를 분석하는 동안 분석을 중단해야 하는 문제가 분석법에서 발생하면, 분석법의 모든 변경 사항과 그 근거를 문서화하여야 한다.

If a problem is encountered with the method during the analysis of nonclinical or clinical study samples that requires that the analysis be stopped, any changes to the method and the rationale should be documented.

생체시료 분석법 밸리데이션은 분석 성능의 허용 가능성과 분석 결과의 신뢰성을 보장하는 데 필수적이다. 생체시료 분석법은 생체시료 중 분석물질 농도를 측정하는 데 사용하는 일련의 절차로 정의된다. 임상시험 및 해당되는 비임상시험에서 분석물질을 정량하기 위한 생체시료 분석법을 확립할 때에는 생체시료 분석법의 완전 밸리데이션을 수행하여야 한다. 문헌에 보고된 분석법을 도입할 때와 상용 키트를 의약품 개발의 생체시료 분석 용도로 전용할 때에도 완전 밸리데이션을 수행하여야 한다.

Bioanalytical method validation is essential to ensure the acceptability of assay performance and the reliability of analytical results. A bioanalytical method is defined as a set of procedures used for measuring analyte concentrations in biological samples. A full validation of a bioanalytical method should be performed when establishing a bioanalytical method for the quantification of an analyte in clinical and in applicable nonclinical studies. Full validation should also be performed when implementing an analytical method that is reported in the literature and when a commercial kit is repurposed for bioanalytical use in drug development.

보통은 하나의 분석물질을 측정하지만, 경우에 따라 둘 이상의 분석물질을 측정하는 것이 적절할 수 있다. 여기에는 서로 다른 두 약물, 모약물과 그 대사체, 또는 약물의 거울상이성질체나 이성질체가 해당될 수 있다. 이러한 경우 밸리데이션 및 분석의 원칙은 모든 대상 분석물질에 적용된다. 크로마토그래피 분석법의 경우, 달리 타당성이 입증되지 않는 한 완전 밸리데이션에는 다음 요소가 포함되어야 한다: 선택성, 특이성, 매트릭스 효과, 검량선(반응 함수), 범위(정량 하한(LLOQ)부터 정량 상한(ULOQ)까지), 정확성, 정밀성, 잔류(carry-over), 희석 완전성, 안정성 및 재주입 재현성.

Usually, one analyte has to be determined, but on occasion it may be appropriate to measure more than one analyte. This may involve two different drugs, a parent drug with its metabolites or the enantiomers or isomers of a drug. In these cases, the principles of validation and analysis apply to all analytes of interest. For chromatographic methods a full validation should include the following elements, unless otherwise justified: selectivity, specificity, matrix effect, calibration curve (response function), range (lower limit of quantification (LLOQ) to upper limit of quantification (ULOQ)), accuracy, precision, carry-over, dilution integrity, stability and reinjection reproducibility.

LBA의 경우, 달리 타당성이 입증되지 않는 한 다음 요소를 평가하여야 한다: 특이성, 선택성, 검량선(반응 함수), 범위(LLOQ부터 ULOQ까지), 정확성, 정밀성, 잔류, 희석 직선성 및 안정성. 필요한 경우, 적절한 시험 시료를 확보할 수 있으면 평행성 평가를 수행할 수 있다.

For LBAs the following elements should be evaluated, unless otherwise justified: specificity, selectivity, calibration curve (response function), range (LLOQ to ULOQ), accuracy, precision, carry-over, dilution linearity, and stability. If necessary, parallelism can be conducted when appropriate study samples are available.

밸리데이션 중 수행하는 평가는 시료 분석 작업 흐름과 관련이 있어야 한다. 생체시료 분석법 밸리데이션에 사용하는 매트릭스는 항응고제와 첨가제를 포함하여 시험 시료의 매트릭스와 같아야 한다. 경우에 따라 시험 시료와 동일한 매트릭스를 확보하기 어려울 수 있다(예: 조직, 뇌척수액, 담즙 같은 희소 매트릭스, 또는 유리형 약물을 측정하는 경우). 이러한 경우 분석법 밸리데이션에 대체 매트릭스를 사용하는 것이 허용될 수 있다.

The assessments that are performed during validation should be relevant to the sample analysis workflow. The matrix used for bioanalytical method validation should be the same as the matrix of the study samples, including anticoagulants and additives. In some cases, it may be difficult to obtain an identical matrix to that of the study samples (e.g., rare matrices such as tissue, cerebrospinal fluid, bile or in cases where free drug is measured). In such cases, surrogate matrices may be acceptable for analytical method validation.

대체 매트릭스의 선택은 과학적으로 타당성이 입증되어야 한다. 분석법을 밸리데이션할 때 동일 종 내의 매트릭스 차이(예: 연령, 인종, 성별)는 일반적으로 서로 다른 매트릭스로 간주하지 않는다.

The choice of surrogate matrix should be scientifically justified. Matrix differences within species (e.g., age, ethnicity, gender) are generally not considered different when validating a method.

생체시료 분석법과 밸리데이션 절차에 대한 구체적이고 상세한 서면 기술을 사전에 마련하여야 한다. 이 기술은 계획서, 시험계획서, 보고서, 실험노트 또는 표준작업지침서(SOP)의 형태일 수 있다.

A specific, detailed, written description of the bioanalytical method and validation procedure should be established a priori. This description may be in the form of a protocol, study plan, report, notebook or Standard Operating Procedure (SOP).

완전 밸리데이션된 분석법의 변경은 부분 밸리데이션으로 평가할 수 있다. 부분 밸리데이션은 정확성 및 정밀성 1회 측정 정도에서부터 거의 완전 밸리데이션에 이르기까지 다양할 수 있다(6.1항 참조). 부분 밸리데이션 항목은 분석법에 가한 변경의 정도와 성격에 따라 정하여야 한다.

Modifications to a fully validated analytical method may be evaluated by partial validation. Partial validation can range from as little as one accuracy and precision determination to a nearly full validation (Refer to Section 6.1). The items in a partial validation should be determined according to the extent and nature of the changes made to the method.

여러 생체시료 분석법 및/또는 여러 생체시료 분석 시험기관이 관여하는 경우, 보고된 데이터가 서로 어떻게 관련되는지 입증하기 위해 교차 밸리데이션이 요구된다. (6.2항 참조)

Cross validation is required to demonstrate how the reported data are related when multiple bioanalytical methods and/or multiple bioanalytical laboratories are involved. (Refer to Section 6.2)

분석법 밸리데이션과 시험 시료 분석 중에는 표준품 용액을 사용하여 공 생체 매트릭스에 대상 분석물질을 첨가(spiking)함으로써 검량선 표준시료와 QC 시료를 조제한다. 검량선 표준시료와 QC 시료는 별도의 표준원액으로부터 조제하여야 한다. 다만, 표준원액의 정확한 조제와 안정성이 확인된 경우에는 검량선 표준시료와 QC 시료를 같은 표준원액으로부터 조제할 수 있다.

During method validation and the analysis of study samples, a blank biological matrix is spiked with the analyte(s) of interest using solutions of reference standard(s) to prepare calibration standards and QCs. Calibration standards and QCs should be prepared from separate stock solutions. However, calibration standards and QCs may be prepared from the same stock solution provided the accurate preparation and stability of the stock solution should have been verified.

시료 처리 중에 모든 검량선 표준시료, QC 시료 및 시험 시료에 적절한 내부표준물질(IS)을 첨가하여야 한다. IS를 사용하지 않는 경우에는 그 타당성을 입증하여야 한다.

A suitable internal standard (IS) should be added to all calibration standards, QCs and study samples during sample processing. The absence of an IS should be justified.

표준품의 품질은 분석 결과와 나아가 시험 데이터에 영향을 미치므로, 표준품이 충분히 특성분석되고 표준품의 품질(예: 순도, 확인)과 IS의 적합성이 보장되는 것이 중요하다. 밸리데이션과 시험 시료 분석 중에 사용하는 표준품은 진정성이 있고 추적 가능한 출처에서 확보하여야 한다. 표준품은 분석물질과 동일하여야 한다. 이것이 불가능한 경우, 품질이 알려진 확립된 형태(예: 염 또는 수화물)를 사용하여야 한다.

It is important that the reference standard is well characterised and the quality (e.g., purity, identity) of the reference standard and the suitability of the IS is ensured, as the quality will affect the outcome of the analysis and, therefore, the study data. The reference standard used during validation and study sample analysis should be obtained from an authentic and traceable source. The reference standard should be identical to the analyte. If this is not possible, an established form (e.g., salt or hydrate) of known quality should be used.

적절한 표준품으로는 공정서 표준품, 시판 표준품, 또는 자체적으로나 외부 기관이 조제하여 충분히 특성분석한 표준품이 있다. 품질을 보장하고 표준품의 순도, 보관 조건, 재시험일/사용기한 및 배치 번호에 관한 정보를 제공하기 위해 시험성적서(CoA) 또는 이와 동등한 대체 자료가 요구된다.

Suitable reference standards include compendial standards, commercially available standards or sufficiently characterised standards prepared in-house or by an external organisation. A certificate of analysis (CoA) or an equivalent alternative is required to ensure quality and to provide information on the purity, storage conditions, retest/expiration date and batch number of the reference standard.

사용 적합성이 입증되는 한(예: 해당 물질 자체나 그 불순물에 의한 분석 간섭이 없음을 보이는 경우) IS에는 CoA가 요구되지 않는다.

A CoA is not required for the IS as long as the suitability for use is demonstrated, e.g., a lack of analytical interference is shown for the substance itself or any impurities thereof.

MS 검출을 사용하는 경우, 가능하면 언제나 안정동위원소 표지 분석물질을 IS로 사용하는 것이 권장된다. 다만, 표지 표준물질은 동위원소 순도가 높아야 하고 동위원소 교환 반응이 일어나지 않아야 한다. 비표지 분석물질의 존재를 확인하여야 하며, 비표지 분석물질이 검출되면 분석법 밸리데이션 중에 그 잠재적 영향을 평가하여야 한다.

When MS detection is used, the use of the stable isotope-labelled analyte as the IS is recommended whenever possible. However, it is essential that the labelled standard is of high isotope purity and that no isotope exchange reaction occurs. The presence of unlabelled analyte should be checked and if unlabelled analyte is detected, the potential influence should be evaluated during method validation.

표준원액과 작업용액은 CoA에 기재된 안정성 기간(사용기한 또는 재시험일) 이내의 표준품으로만 조제하여야 한다.

Stock and working solutions should only be prepared from reference standards that are within the stability period as documented in the CoA (either expiration date or the retest date).

선택성은 공 생체 매트릭스 중 잠재적 간섭 물질이 존재하는 상태에서 분석법이 분석물질을 구별하여 측정하는 능력이다.

Selectivity is the ability of an analytical method to differentiate and measure the analyte in the presence of potential interfering substances in the blank biological matrix.

선택성은 최소 6개의 개별 공급원/로트(비용혈 및 비고지혈)에서 얻은 공시료(분석물질이나 IS를 첨가하지 않고 처리한 매트릭스 시료)를 사용하여 평가하여야 한다. 희소 매트릭스의 경우 더 적은 수의 공급원을 사용하는 것이 허용될 수 있다. IS에 대한 선택성도 평가하여야 한다.

Selectivity should be evaluated using blank samples (matrix samples processed without addition of an analyte or IS) obtained from at least 6 individual sources/lots (non-haemolysed and non-lipaemic). Use of fewer sources may be acceptable in the case of rare matrices. Selectivity for the IS should also be evaluated.

선택성 평가에서는 공시료에서 분석물질 또는 IS의 머무름 시간에 간섭 성분에 기인하는 유의한 반응이 관찰되지 않음을 입증하여야 한다. 간섭 성분에 기인하는 반응은 각 매트릭스에 대해 LLOQ에서의 분석물질 반응의 20% 이하, LLOQ 시료 중 IS 반응의 5% 이하이어야 한다.

The evaluation of selectivity should demonstrate that no significant response attributable to interfering components is observed at the retention time(s) of the analyte or the IS in the blank samples. Responses attributable to interfering components should not be more than 20% of the analyte response at the LLOQ and not more than 5% of the IS response in the LLOQ sample for each matrix.

고지혈 매트릭스에서의 선택성 조사를 위해 최소 1개 공급원의 매트릭스를 사용하여야 한다. 과학적으로 의미가 있으려면, 이 시험에 사용하는 매트릭스는 예상되는 시험 시료를 가능한 한 대표하여야 한다. 중성지방 농도가 비정상적으로 높은 자연 고지혈 매트릭스를 공여자로부터 확보하여야 한다. 공여자의 고지혈 매트릭스를 사용하는 것이 권장되지만, 이를 확보하기 어려우면 시험 시료를 대표하지 못할 수 있더라도 매트릭스에 중성지방을 첨가할 수 있다. 그러나 약물이 지질 대사에 영향을 미치거나 대상 환자군이 고지혈증인 경우에는 첨가 시료의 사용을 권장하지 않는다. 약물이 지질 대사에 영향을 미치거나 고지혈증인 특정 동물 계통에 투여되는 경우가 아니면, 비임상시험에서는 이 평가가 필요하지 않다.

For the investigation of selectivity in lipaemic matrices at least one source of matrix should be used. To be scientifically meaningful, the matrix used for these tests should be representative as much as possible of the expected study samples. A naturally lipaemic matrix with abnormally high levels of triglycerides should be obtained from donors. Although it is recommended to use lipaemic matrix from donors, if this is difficult to obtain, matrix can be spiked with triglycerides even though it may not be representative of study samples. However, if the drug impacts lipid metabolism or if the intended patient population is hyperlipidaemic, the use of spiked samples is discouraged. This evaluation is not necessary for nonclinical studies unless the drug impacts lipid metabolism or is administered in a particular animal strain that is hyperlipidaemic.

용혈 매트릭스에서의 선택성 조사를 위해 최소 1개 공급원의 매트릭스를 사용하여야 한다. 용혈 매트릭스는 눈으로 확인할 수 있는 용혈 시료가 되도록 매트릭스에 용혈된 전혈(최소 2% V/V)을 첨가하여 얻어야 한다.

For the investigation of selectivity in haemolysed matrices at least one source of matrix should be used. Haemolysed matrices should be obtained by spiking matrix with haemolysed whole blood (at least 2% V/V) to generate a visibly detectable haemolysed sample.

특이성은 생체시료 분석법이 분석물질을 그 유연물질(예: 분석물질과 구조가 유사한 물질, 대사체, 이성질체, 불순물, 시료 조제 중 생성된 분해산물, 또는 해당 적응증 환자의 치료에 사용될 것으로 예상되는 병용약물)을 포함한 다른 물질과 구별하여 검출하는 능력이다.

Specificity is the ability of a bioanalytical method to detect and differentiate the analyte from other substances, including its related substances (e.g., substances that are structurally similar to the analyte, metabolites, isomers, impurities, degradation products formed during sample preparation, or concomitant medications that are expected to be used in the treatment of patients with the intended indication).

대상 생체 매트릭스에 유연물질이 존재할 것으로 예상되면, 그러한 물질의 영향을 분석법 밸리데이션 중에 평가하거나, 또는 투여 전 시험 시료에서 평가하여야 한다. LC-MS 기반 분석법의 경우, 그러한 물질의 영향을 평가하기 위해 잠재적 간섭 유연물질과 분석물질의 분자량 비교, 그리고 유연물질과 분석물질의 크로마토그래피 분리를 평가에 포함할 수 있다.

If the presence of related substances is anticipated in the biological matrix of interest, the impact of such substances should be evaluated during method validation, or alternatively, in the pre-dose study samples. In the case of LC-MS based methods, to assess the impact of such substances, the evaluation may include comparing the molecular weight of a potential interfering related substance with the analyte and chromatographic separation of the related substance from the analyte.

검출되어 간섭 성분에 기인하는 반응은 LLOQ에서의 분석물질 반응의 20% 이하, LLOQ 시료 중 IS 반응의 5% 이하이어야 한다.

Responses detected and attributable to interfering components should not be more than 20% of the analyte response at the LLOQ and not more than 5% of the IS response in the LLOQ sample.

관련이 있는 경우(예: 에스테르 분석물질에서 에스테르/산성 대사체로 변하는 것처럼 불안정할 가능성이 있는 대사체, 불안정한 N-옥사이드 또는 글루쿠로니드 대사체, 락톤 고리 구조), 분석의 연속 단계(추출 절차 또는 MS 이온원 포함) 중에 대사체가 모 분석물질로 역변환될 가능성도 평가하여야 한다. 대사가 아직 평가되지 않은 신규 화학물질의 의약품 개발 초기 단계에서는 이 평가가 가능하지 않음을 인정한다. 그러나 이 문제를 조사하고, 필요하면 부분 밸리데이션을 수행할 것이 요구된다. 역변환이 있다면 그 정도를 확인하고, 시험 결과에 미치는 영향을 생체시료 분석 보고서에서 논의하여야 한다.

The possibility of back-conversion of a metabolite into the parent analyte during the successive steps of the analysis (including extraction procedures or in the MS source) should also be evaluated when relevant (e.g., potentially unstable metabolites such as ester analytes to ester/acidic metabolites, unstable N-oxides or glucuronide metabolites, lactone-ring structures). It is acknowledged that this evaluation will not be possible in the early stages of drug development of a new chemical entity when the metabolism is not yet evaluated. However, it is expected that this issue should be investigated, and partial validation performed if needed. The extent of back-conversion, if any, should be established and the impact on the study results should be discussed in the Bioanalytical Report.

매트릭스 효과는 시료 매트릭스 중 간섭하는, 흔히 확인되지 않은 성분으로 인해 분석물질 반응이 변하는 것으로 정의된다. 분석법 밸리데이션 중에 서로 다른 독립 공급원/로트 사이의 매트릭스 효과를 평가하여야 한다.

A matrix effect is defined as an alteration of the analyte response due to interfering and often unidentified component(s) in the sample matrix. During method validation the matrix effect between different independent sources/lots should be evaluated.

매트릭스 효과는 최소 6개의 서로 다른 공급원/로트의 매트릭스로 각각 조제한 저농도 및 고농도 QC 시료를 최소 3반복 분석하여 평가하여야 한다. 평가한 각 개별 매트릭스 공급원/로트에 대해 정확성은 표시 농도의 ±15% 이내이어야 하고 정밀성(변동계수 백분율(%CV))은 15%를 넘지 않아야 한다. 희소 매트릭스의 경우 더 적은 수의 공급원/로트를 사용하는 것이 허용될 수 있다.

The matrix effect should be evaluated by analysing at least 3 replicates of low and high QCs, each prepared using matrix from at least 6 different sources/lots. For each individual matrix sources/lots evaluated, the accuracy should be within ±15% of the nominal concentration and the precision (per cent coefficient of variation (%CV)) should not be greater than 15%. Use of fewer sources/lots may be acceptable in the case of rare matrices.

확보할 수 있는 경우, 관련 환자군 또는 특수 집단(예: 간기능 장애 또는 신기능 장애)에서도 매트릭스 효과를 평가하여야 한다. 분석법 밸리데이션 중, 특히 시험에서 이러한 상태가 발생할 것으로 예상되는 경우에는 사례별로 용혈 또는 고지혈 매트릭스 시료를 사용하여 매트릭스 효과를 추가로 평가할 것이 권장된다.

The matrix effect should also be evaluated in relevant patient populations or special populations (e.g., hepatically impaired or renally impaired) when available. An additional evaluation of the matrix effect is recommended using haemolysed or lipaemic matrix samples during method validation on a case-by-case basis, especially when these conditions are expected to occur within the study.

검량선은 분석물질의 표시 농도와 분석물질에 대한 분석 플랫폼의 반응 사이의 관계를 보여준다. 매트릭스에 알려진 양의 분석물질을 첨가하여 조제한 검량선 표준시료는 검량 범위에 걸쳐 있으며 검량선을 구성한다. 검량선 표준시료는 시험 시료와 같은 생체 매트릭스로 조제하여야 한다. 검량 범위는 가장 낮은 검량선 표준시료인 LLOQ와 가장 높은 검량선 표준시료인 ULOQ로 정해진다. 분석법 밸리데이션 중 시험하는 각 분석물질과 각 분석 런마다 하나의 검량선이 있어야 한다.

The calibration curve demonstrates the relationship between the nominal analyte concentration and the response of the analytical platform to the analyte. Calibration standards, prepared by spiking matrix with a known quantity of analyte(s), span the calibration range and comprise the calibration curve. Calibration standards should be prepared in the same biological matrix as the study samples. The calibration range is defined by the LLOQ, which is the lowest calibration standard, and the ULOQ, which is the highest calibration standard. There should be one calibration curve for each analyte studied during method validation and for each analytical run.

검량선은 공시료, 제로 시료(IS를 첨가한 공시료), 그리고 LLOQ와 ULOQ를 포함하여 최소 6개 농도 수준의 검량선 표준시료로 작성하여야 한다.

A calibration curve should be generated with a blank sample, a zero sample (blank sample spiked with IS), and at least 6 concentration levels of calibration standards, including the LLOQ and the ULOQ.

농도-반응 관계를 적절히 설명하는 단순 회귀 모델을 사용하여야 한다. 회귀 모델의 선택은 서면 절차에 따라야 한다. 회귀 모델, 가중 방식 및 변환은 분석법 밸리데이션 중에 정하여야 한다. 공시료와 제로 시료는 검량선 회귀식 산출에 포함하지 않아야 한다. 각 검량선 표준시료는 반복 분석할 수 있으며, 이 경우 허용 가능한 모든 반복의 데이터를 회귀 분석에 사용하여야 한다.

A simple regression model that adequately describes the concentration-response relationship should be used. The selection of the regression model should be directed by written procedures. The regression model, weighting scheme and transformation should be determined during the method validation. Blank and zero samples should not be included in the determination of the regression equation for the calibration curve. Each calibration standard may be analysed in replicate, in which case data from all acceptable replicates should be used in the regression analysis.

검량선 파라미터(예: 선형 모델의 경우 기울기와 절편)를 보고하여야 한다. 검량선 표준시료의 역산 농도를 계산된 평균 정확성 및 정밀성 값과 함께 제시하여야 한다. 여러 날에 걸친 최소 3회의 독립된 런을 바탕으로 밸리데이션 중에 얻은 허용 가능한 모든 검량선을 보고하여야 한다. 각 검량선 표준시료의 역산 농도의 정확성은 LLOQ에서는 표시 농도의 ±20% 이내, 그 밖의 모든 농도 수준에서는 ±15% 이내이어야 한다. 최소 6개 검량선 표준시료 농도 수준과 함께, 검량선 표준시료의 최소 75%가 위 기준을 충족하여야 한다.

The calibration curve parameters should be reported (e.g., slope and intercept in the case of a linear model). The back-calculated concentrations of the calibration standards should be presented together with the calculated mean accuracy and precision values. All acceptable curves obtained during validation, based on a minimum of 3 independent runs over several days, should be reported. The accuracy of the back-calculated concentrations of each calibration standard should be within ±20% of the nominal concentration at the LLOQ and within ±15% at all the other levels. At least 75% of the calibration standards with a minimum of 6 calibration standard levels should meet the above criteria.

반복을 사용하는 경우, 농도 수준별로 시험한 검량선 표준시료의 최소 50%도 이 기준(±15% 이내, LLOQ는 ±20% 이내)을 충족하여야 한다. 검량선 표준시료가 이 기준에 부합하지 않으면 해당 검량선 표준시료를 기각하고, 이 검량선 표준시료를 제외한 검량선을 회귀 분석을 포함하여 재평가하여야 한다. 정확성 및 정밀성 런에서 한 런의 LLOQ 또는 ULOQ 검량선 표준시료의 모든 반복이 기각되면, 해당 런을 기각하고 실패의 가능한 원인을 규명하며 필요하면 분석법을 수정하여야 한다. 다음 밸리데이션 런도 실패하면, 밸리데이션을 다시 시작하기 전에 분석법을 수정하여야 한다.

In the case that replicates are used, the criteria (within ±15% or ±20% for LLOQ) should also be fulfilled for at least 50% of the calibration standards tested per concentration level. In the case that a calibration standard does not comply with these criteria, this calibration standard sample should be rejected, and the calibration curve without this calibration standard should be re-evaluated, including regression analysis. For accuracy and precision runs, if all replicates of the LLOQ or the ULOQ calibration standard in a run are rejected, then the run should be rejected, the possible source of the failure should be determined and the method revised, if necessary. If the next validation run also fails, then the method should be revised before restarting validation.

최소 1회의 평가에서는 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료를 사용하여 검량선을 작성하여야 한다. 이후에는 정해진 안정성 기간 이내에서 동결 검량선 표준시료를 사용할 수 있다.

The calibration curve should be prepared using freshly spiked calibration standards in at least one assessment. Subsequently, frozen calibration standards can be used within their defined period of stability.

QC 시료는 시험 시료를 모사하기 위한 것으로, 매트릭스에 알려진 양의 분석물질을 첨가하여 조제하고, 시험 시료에 예상되는 조건으로 보관하며, 분석법의 유효성을 평가하기 위해 분석하여야 한다.

The QCs are intended to mimic study samples and should be prepared by spiking matrix with a known quantity of analyte, storing them under the conditions anticipated for study samples and analysing them to assess the validity of the analytical method.

분석법의 분석 성능과 관련 없는 편향된 추정을 피하기 위해 검량선 표준시료와 QC 시료는 별도의 표준원액으로부터 조제하여야 한다. 검량선 표준시료와 QC 시료를 같은 표준원액으로부터 조제할 수 있다면, 표준원액의 정확성과 안정성을 확인하여야 한다. 3.2.3항에 기술한 바와 같이 간섭이나 매트릭스 효과가 없는 단일 공급원의 공 매트릭스를 사용할 수 있다.

Calibration standards and the QCs should be prepared from separate stock solutions in order to avoid biased estimations which are not related to the analytical performance of the method. If calibration standards and the QCs may be prepared from the same stock solution, the accuracy and stability of the stock solution should be verified. A single source of blank matrix may be used, which should be free of interference or matrix effects, as described in Section 3.2.3.

분석법 밸리데이션 중 정확성 및 정밀성 런을 위한 QC 시료는 검량선 범위 내에서 최소 4개 농도 수준, 즉 LLOQ, LLOQ의 3배 이내(저농도 QC), 검량선 범위의 약 30 - 50%(중농도 QC), ULOQ의 최소 75%(고농도 QC)로 조제하여야 한다.

During method validation the QCs for accuracy and precision runs should be prepared at a minimum of 4 concentration levels within the calibration curve range: the LLOQ, within three times of the LLOQ (low QC), around 30 - 50% of the calibration curve range (medium QC) and at least 75% of the ULOQ (high QC).

정확성 및 정밀성 런이 아닌 밸리데이션 런에서는 저농도, 중농도 및 고농도 QC 시료를 2반복으로 분석할 수 있다. 이 QC 시료는 검량선 표준시료와 함께 런의 채택 또는 기각의 근거가 된다.

For non-accuracy and precision validation runs, low, medium and high QCs may be analysed in duplicate. These QCs, along with the calibration standards, will provide the basis for the acceptance or rejection of the run.

정확성과 정밀성은 각 런 내(런 내)와 서로 다른 런(런 간)에서 QC 시료를 분석하여 결정하여야 한다. 정확성과 정밀성은 같은 런과 데이터를 사용하여 평가하여야 한다.

Accuracy and precision should be determined by analysing the QCs within each run (within-run) and in different runs (between-run). Accuracy and precision should be evaluated using the same runs and data.

런 내 정확성 및 정밀성은 각 분석 런에서 각 QC 농도 수준마다 최소 5반복을 분석하여 평가하여야 한다. 런 간 정확성 및 정밀성은 최소 2일에 걸쳐 최소 3회의 분석 런에서 각 QC 농도 수준을 분석하여 평가하여야 한다. 한 런 내에서 시간에 따른 경향을 평가할 수 있도록, 런 중 최소 1회는 향후 시험 시료 분석 런과 동등한 크기로 QC 시료의 정확성과 정밀성을 입증할 것이 권장된다. 보고하는 분석법 밸리데이션 데이터와 정확성 및 정밀성의 산출에는, 오류가 명백하고 문서화된 경우를 제외하고, 허용기준을 벗어난 개별 QC 시료를 포함하여 얻은 모든 결과가 포함되어야 한다. 런 내 정확성 및 정밀성 데이터는 각 런마다 보고하여야 한다.

Within-run accuracy and precision should be evaluated by analysing at least 5 replicates at each QC concentration level in each analytical run. Between-run accuracy and precision should be evaluated by analysing each QC concentration level in at least 3 analytical runs over at least two days. To enable the evaluation of any trends over time within one run, it is recommended to demonstrate accuracy and precision of the QCs over at least one of the runs in a size equivalent to a prospective analytical run of study samples. Reported method validation data and the determination of accuracy and precision should include all results obtained, including individual QCs outside of the acceptance criteria, except those cases where errors are obvious and documented. Within-run accuracy and precision data should be reported for each run.

모든 런에서 런 내 정확성 또는 정밀성 기준이 충족되지 않으면, 각 QC 수준에 대해 런 내 정확성 및 정밀성의 종합 추정치를 계산하여야 한다. 런 간(중간) 정밀성과 정확성은 모든 런의 데이터를 합하여 계산하여야 한다.

If the within-run accuracy or precision criteria are not met in all runs, an overall estimate of within-run accuracy and precision for each QC level should be calculated. Between-run (intermediate) precision and accuracy should be calculated by combining the data from all runs.

이러한 평가를 위한 검량선은 최소 1회의 런에서 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료를 사용하여 작성하여야 한다. 나머지 런에서 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료를 사용하지 않으면, 동결 검량선 표준시료의 안정성을 입증하여야 한다.

The calibration curves for these assessments should be prepared using freshly spiked calibration standards in at least one run. If freshly spiked calibration standards are not used in the other runs, stability of the frozen calibration standards should be demonstrated.

각 농도 수준에서 정확성은 표시 농도의 ±15% 이내이어야 하며, 다만 LLOQ에서는 ±20% 이내이어야 한다. 각 수준에서 측정한 농도의 정밀성(%CV)은 15%를 넘지 않아야 하며, 다만 LLOQ에서는 20%를 넘지 않아야 한다. 정확성 및 정밀성 런이 아닌 밸리데이션 런에서는 전체 QC 시료의 최소 2/3, 그리고 각 농도 수준의 최소 50%가 표시값의 ±15% 이내이어야 한다.

The accuracy at each concentration level should be within ±15% of the nominal concentration, except at the LLOQ, where it should be within ±20%. The precision (%CV) of the concentrations determined at each level should not exceed 15%, except at the LLOQ, where it should not exceed 20%. For non-accuracy and precision validation runs, at least 2/3 of the total QCs and at least 50% at each concentration level should be within ±15% of the nominal values.

잔류(carry-over)는 분석 기기에 남아 있는 이전 시료의 잔류 분석물질로 인해 측정 농도가 변하는 것이다.

Carry-over is an alteration of a measured concentration due to residual analyte from a preceding sample that remains in the analytical instrument.

잔류는 분석법 개발 중에 평가하고 최소화하여야 한다. 밸리데이션 중에는 ULOQ 검량선 표준시료 다음에 공시료를 분석하여 잔류를 평가하여야 한다. 가장 높은 검량선 표준시료 다음의 공시료에서 잔류는 LLOQ에서의 분석물질 반응의 20%, IS 반응의 5%를 넘지 않아야 한다. 잔류를 피할 수 없는 것으로 보이면, 시험 시료를 무작위 배치하지 않아야 한다. 잔류가 정확성과 정밀성에 영향을 미치지 않도록, 구체적인 조치를 검토하고 밸리데이션하여 시험 시료 분석 중에 적용하여야 한다. 여기에는 고농도가 예상되는 시료 다음, 다음 시험 시료 전에 공시료를 주입하는 것이 포함될 수 있다.

Carry-over should be assessed and minimised during method development. During validation carry-over should be assessed by analysing blank samples after the calibration standard at the ULOQ. Carry-over in the blank samples following the highest calibration standard should not be greater than 20% of the analyte response at the LLOQ and 5% of the response for the IS. If it appears that carry-over is unavoidable, study samples should not be randomised. Specific measures should be considered, validated and applied during the analysis of the study samples, so that carry-over does not affect accuracy and precision. This could include the injection of blank sample(s) after samples with an expected high concentration, before the next study sample.

희석 완전성은 필요한 경우 시료 희석 절차가 분석물질 측정 농도의 정확성과 정밀성에 영향을 미치지 않음을 확인하기 위해 그 절차를 평가하는 것이다. 희석에는 QC 시료 조제에 사용한 것과 같은 종의 같은 매트릭스를 사용하여야 한다.

Dilution integrity is the assessment of the sample dilution procedure, when required, to confirm that it does not impact the accuracy and precision of the measured concentration of the analyte. The same matrix from the same species used for preparation of the QCs should be used for dilution.

희석 QC 시료는 매트릭스 중 분석물질 농도가 ULOQ보다 높게 조제한 후 공 매트릭스로 희석하여야 한다. 검량 범위 내에서 농도가 정확하고 정밀하게 측정되는지 확인하기 위해 1회의 런에서 희석배수당 최소 5반복을 시험하여야 한다. 시험 시료 분석 중 적용하는 희석배수와 농도는 밸리데이션 중 평가한 희석배수와 농도의 범위 이내이어야 한다. 희석 QC 시료의 평균 정확성은 표시 농도의 ±15% 이내이어야 하고 정밀성(%CV)은 15%를 넘지 않아야 한다.

Dilution QCs should be prepared with analyte concentrations in matrix that are greater than the ULOQ and then diluted with blank matrix. At least 5 replicates per dilution factor should be tested in one run to determine if concentrations are accurately and precisely measured within the calibration range. The dilution factor(s) and concentrations applied during study sample analysis should be within the range of the dilution factors and concentrations evaluated during validation. The mean accuracy of the dilution QCs should be within ±15% of the nominal concentration and the precision (%CV) should not exceed 15%.

희소 매트릭스의 경우, 희석에 대체 매트릭스를 사용하는 것이 허용될 수 있다. 이것이 정밀성과 정확성에 영향을 미치지 않음을 입증하여야 한다.

In the cases of rare matrices, use of a surrogate matrix for dilution may be acceptable. It should be demonstrated that this does not affect precision and accuracy.

시료 전처리, 처리 및 분석 중에 거치는 모든 단계와 사용하는 보관 조건이 분석물질의 농도에 영향을 주지 않음을 보장하기 위하여 안정성 평가를 실시하여야 한다.

Stability evaluations should be carried out to ensure that every step taken during sample preparation, processing and analysis as well as the storage conditions used do not affect the concentration of the analyte.

시료 보관 기간 및 온도, 시료 매트릭스, 항응고제, 용기 재질 등 안정성 시험에 적용하는 보관 및 분석 조건은 시험 시료에 사용하는 조건을 반영하여야 한다. 문헌에 발표된 자료를 인용하는 것만으로는 충분하지 않은 것으로 본다. 보관 기간의 밸리데이션은 시험 시료 보관 기간과 같거나 그보다 긴 기간 동안 보관한 QC로 수행하여야 한다.

The storage and analytical conditions applied to the stability tests, such as the sample storage times and temperatures, sample matrix, anticoagulant and container materials, should reflect those used for the study samples. Reference to data published in the literature is not considered sufficient. Validation of storage periods should be performed on QCs that have been stored for a time that is equal to or longer than the study sample storage periods.

매트릭스 중 분석물질의 안정성은 저농도 및 고농도 QC를 사용하여 평가한다. 저농도 및 고농도 QC의 분취물을 0 시점과 평가하고자 하는 보관 조건을 적용한 후에 분석한다. 각 농도 수준마다 벌크 QC 하나를 조제하여야 한다. 시험하는 각 농도에 대하여 벌크 시료를 최소 3개의 분취물로 나누어 보관, 스트레스 부여 및 분석하여야 한다.

Stability of the analyte in the matrix is evaluated using low and high concentration QCs. Aliquots of the low and high QCs are analysed at time zero and after the applied storage conditions that are to be evaluated. One bulk QC should be prepared at each concentration level. For each concentration tested, the bulk sample should be divided into a minimum of 3 aliquots that will be stored, stressed and analysed.

QC는 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료로부터 얻은 검량선에 대하여 분석하여야 하며, 이때 해당 분석 런에는 그에 대응하는 새로 첨가하여 조제한 QC 또는 안정성이 입증된 QC를 함께 포함한다. 각 QC 농도 수준의 평균 농도는 공칭 농도의 ±15% 이내이어야 한다. 시험 시료의 농도가 검량 범위의 정량 상한(ULOQ)보다 일관되게 높으면, 이러한 높은 농도를 반영하도록 고농도 QC의 농도를 조정하여야 한다. 비임상시험에서는 용해도 제한으로 인해 이것이 가능하지 않을 수 있음을 인정한다.

The QCs should be analysed against a calibration curve, obtained from freshly spiked calibration standards in a run with its corresponding freshly spiked QCs or QCs for which stability has been proven. The mean concentration at each QC level should be within ±15% of the nominal concentration. If the concentrations of the study samples are consistently higher than the ULOQ of the calibration range, the concentration of the high QC should be adjusted to reflect these higher concentrations. It is recognised that this may not be possible in nonclinical studies due to solubility limitations.

고정용량 복합제 및 특정하게 표시된 투약 요법의 경우, 매트릭스 중 분석물질의 동결-해동, 실온 방치(bench-top) 및 장기 안정성 시험은 투여한 모든 화합물을 첨가한 매트릭스로 수행하여야 한다.

For fixed dose combination products and specifically labelled drug regimens, the freeze-thaw, bench-top and long-term stability tests of an analyte in matrix should be conducted with the matrix spiked with all of the dosed compounds.

다음 안정성 시험을 평가하여야 한다.

The following stability tests should be evaluated:

냉동 보관 상태에서 시료를 반복적으로 꺼내는 것의 영향을 평가하기 위하여, 여러 차례의 동결 및 해동 주기 후 분석물질의 안정성을 평가하여야 한다. 저농도 및 고농도 QC는 시험 시료와 같은 절차에 따라 해동하고 분석하여야 한다. 해동 주기 사이에 QC를 최소 12시간 동안 냉동 상태로 유지하여야 한다. 동결-해동 안정성용 QC는 새로 조제한 검량선 표준시료 및 QC, 또는 안정성이 입증된 QC를 사용하여 평가하여야 한다. 밸리데이션한 동결-해동 주기 횟수는 시험 시료가 거친 동결-해동 주기 횟수와 같거나 그보다 많아야 하며, 최소 3회 주기를 수행하여야 한다.

To assess the impact of repeatedly removing samples from frozen storage, the stability of the analyte should be assessed after multiple cycles of freezing and thawing. Low and high QCs should be thawed and analysed according to the same procedures as the study samples. QCs should be kept frozen for at least 12 hours between the thawing cycles. QCs for freeze-thaw stability should be assessed using freshly prepared calibration standards and QCs, or QCs for which stability has been proven. The number of freeze-thaw cycles validated should equal or exceed that of the freeze-thaw cycles undergone by the study samples, but a minimum of three cycles should be conducted.

매트릭스의 실온 방치 안정성 실험은 시험 시료의 실험실 취급 조건을 포괄하도록 설계하고 수행하여야 한다.

Bench top matrix stability experiments should be designed and conducted to cover the laboratory handling conditions for the study samples.

저농도 및 고농도 QC는 시험 시료와 같은 방식으로 해동하고, 시험 시료와 같은 온도에서 최소한 같은 시간 동안 실험대 위에 두어야 한다. 실험대 위에 둔 총 시간은 연속적이어야 하며, 실온 방치 조건 노출 시간을 합산하여 사용하는 것은 허용되지 않는다(즉, 각 동결-해동 평가에서의 시간을 합산해서는 안 된다).

Low and high QCs should be thawed in the same manner as the study samples and kept on the bench top at the same temperature and for at least the same duration as the study samples. The total time on the bench top should be concurrent; it is not acceptable to use additive exposure to bench top conditions (i.e., time from each freeze-thaw evaluation should not be added up).

냉동고에 보관한 매트릭스 중 분석물질의 장기 안정성을 확립하여야 한다. 저농도 및 고농도 QC는 시험 시료와 같은 보관 조건으로 최소한 같은 기간 동안 냉동고에 보관하여야 한다.

The long-term stability of the analyte in matrix stored in the freezer should be established. Low and high QCs should be stored in the freezer under the same storage conditions and at least for the same duration as the study samples.

화학의약품의 경우, 한 온도(예: -20°C)에서의 안정성을 더 낮은 온도(예: -70/-80°C)로 외삽할 수 있다.

For chemical drugs, the stability at one temperature (e.g., -20°C) to can be extrapolated to lower temperatures (e.g., -70/-80°C).

생물의약품의 경우 브래키팅 접근법을 적용할 수 있다. 예를 들어 -70/-80°C 및 -20°C에서 안정성이 입증되었다면, 시험 시료를 보관할 이 두 지점 사이의 온도에서 안정성을 조사할 필요는 없다.

For biological drugs, a bracketing approach can be applied, e.g., in the case that the stability has been demonstrated at -70/-80°C and at -20°C, then it is not necessary to investigate the stability at temperatures in between those two points at which study samples will be stored.

분석 완료 시점까지(자동시료주입기/기기 내)의 시간을 포함하여 처리된 시료의 안정성을 확인하여야 한다. 예를 들면 다음과 같다.

The stability of processed samples, including the time until completion of analysis (in the autosampler/instrument), should be determined. For example:

처리된 시료를 보관하는 총 시간은 연속적이어야 한다(즉, 자동시료주입기 내 시간과 기타 보관 시간을 합산할 수 없다).

The total time that a processed sample is stored must be concurrent (i.e., autosampler and other storage times cannot be added together).

분석물질 및 내부표준물질(IS)의 표준원액과 working 용액의 안정성은 시험 시료 분석 중에 사용하는 보관 조건에서 이들 용액의 최저 농도와 최고 농도를 사용하여 확인하여야 한다. 이는 검출기의 반응을 사용하여 평가하여야 한다. 표준원액 및 working 용액의 안정성은 검출기의 직선성과 측정 범위를 고려하여 적절히 희석하여 시험하여야 한다. 안정성이 농도에 따라 달라지면, 표준원액 및 working 용액의 모든 농도에 대하여 안정성을 평가할 필요가 있다. 안정성이 입증된 분석물질과 같은 보관 조건에서 안정동위원소 표지 IS에 동위원소 교환이 일어나지 않으면, IS에 대한 추가 안정성 확인은 필요하지 않다.

The stability of the stock and working solutions of the analyte and IS should be determined under the storage conditions used during the analysis of study samples by using the lowest and the highest concentrations of these solutions. They should be assessed using the response of the detector. Stability of the stock and working solutions should be tested with an appropriate dilution, taking into consideration the linearity and measuring range of the detector. If the stability varies with concentration, then the stability of all concentrations of the stock and working solutions needs to be assessed. If no isotopic exchange occurs for the stable isotopically-labelled IS under the same storage conditions as the analyte for which the stability is demonstrated, then no additional stability determinations for the IS are necessary.

표준품의 유효기한이 지났거나 재시험일이 지난 경우, 그 로트의 표준품으로 이전에 조제한 표준원액의 안정성은 해당 표준원액에 대하여 설정한 유효기한 또는 재시험일로 정한다. 오로지 표준품의 사용 유효기한을 연장하기 위한 목적으로 표준품에서 표준원액 및 working 용액을 만드는 관행은 허용되지 않는다.

If the reference standard expires, or it is past the retest date, the stability of the stock solutions made previously with this lot of reference standard are defined by the expiration or retest date established for the stock solution. The practice of making stock and working solutions from reference standards solely for extending the expiry date for the use of the reference standard is not acceptable.

또한 해당되는 경우 다음 시험을 수행하여야 한다.

In addition, the following test should be performed if applicable:

분석법으로 얻은 농도가 시료 채취 시점의 대상자 혈액 중 분석물질 농도를 반영하도록 보장하기 위하여, 대상자로부터 채취한 직후부터 보관을 위한 전처리 전까지 채취한 매트릭스(혈액) 중 분석물질의 안정성에 충분한 주의를 기울여야 한다.

Sufficient attention should be paid to the stability of the analyte in the sampled matrix (blood) directly after collection from subjects and prior to preparation for storage to ensure that the concentrations obtained by the analytical method reflect the concentrations of the analyte in the subject’s blood at the time of sample collection.

사용하는 매트릭스가 혈장이면, 혈액 중 분석물질의 안정성을 분석법 개발 중(예: 혈액에 대한 탐색적 분석법 사용) 또는 분석법 밸리데이션 중에 평가하여야 한다. 그 결과는 밸리데이션 보고서에 제시하여야 한다.

If the matrix used is plasma, the stability of the analyte in blood should be evaluated during method development (e.g., using an exploratory method in blood) or during method validation. The results should be provided in the Validation Report.

분석법의 재현성은 QC의 반복 측정으로 평가하며, 보통 정밀성 및 정확성 평가에 포함된다. 그러나 시료를 재주입할 수 있는 경우(예: 기기 중단 또는 장비 고장 등 기타 사유가 있는 경우)에는, 처리된 시료의 유효성을 확립하고 재주입 전 보관을 뒷받침하기 위하여 재주입 재현성을 평가하여야 한다.

Reproducibility of the method is assessed by replicate measurements of the QCs and is usually included in the assessment of precision and accuracy. However, if samples could be reinjected (e.g., in the case of instrument interruptions or other reasons such as equipment failure), reinjection reproducibility should be evaluated to establish the viability of the processed samples and to support their storage prior to reinjection.

재주입 재현성은 검량선 표준시료와 저농도, 중농도 및 고농도 QC 각각 최소 5반복으로 구성된 분석 런을 보관 후 재주입하여 평가한다. 재주입한 QC의 정밀성과 정확성으로 처리된 시료의 유효성을 확립한다. 그 결과는 밸리데이션 보고서에 포함하거나, 해당 평가를 수행한 시험의 생체시료 분석 보고서에 제시하여야 한다.

Reinjection reproducibility is assessed by reinjecting a run that is comprised of calibration standards and a minimum of 5 replicates of the low, middle and high QCs after storage. The precision and accuracy of the reinjected QCs establish the viability of the processed samples. The results should be included in the Validation Report or provided in the Bioanalytical Report of the study where it was conducted.

시험 시료 분석은 밸리데이션이 완료된 후에 수행할 수 있으나, 일부 항목(예: 장기 안정성)은 나중 단계에 완료될 수 있음을 인정한다. 규제당국에 자료를 제출하는 시점까지는 생체시료 분석법 밸리데이션이 완료되어 있어야 한다. 시험 시료, QC 및 검량선 표준시료는 밸리데이션된 분석법에 따라 처리하여야 한다. 시스템 적합성을 평가하는 경우, 미리 정한 구체적인 시험계획, 프로토콜 또는 SOP를 사용하여야 한다. 장치 컨디셔닝 및 기기 성능을 포함한 시스템 적합성은 해당 분석 런의 검량선 표준시료 및 QC와 독립된 시료를 사용하여 확인하여야 한다. 대상자 시료를 시스템 적합성에 사용해서는 안 된다. 계통적인 IS 변동이 있는지 판단하기 위하여 시험 시료의 IS 반응을 모니터링하여야 한다. 문서화에 관한 기대사항은 표 1을 참조한다.

The analysis of study samples can be carried out after validation has been completed, however, it is understood that some parameters may be completed at a later stage (e.g., long-term stability). By the time the data are submitted to a regulatory authority, the bioanalytical method validation should have been completed. The study samples, QCs and calibration standards should be processed in accordance with the validated analytical method. If system suitability is assessed, a predefined specific study plan, protocol or SOP should be used. System suitability, including apparatus conditioning and instrument performance, should be determined using samples that are independent of the calibration standards and QCs for the run. Subject samples should not be used for system suitability. The IS responses of the study samples should be monitored to determine whether there is systemic IS variability. Refer to Table 1 for expectations regarding documentation.

분석 런은 공시료(분석물질과 IS가 없는 처리된 매트릭스 시료), 제로 시료(IS를 첨가한 처리된 매트릭스), 최소 6개 농도 수준의 검량선 표준시료, 최소 3개 수준(저농도, 중농도 및 고농도)의 QC 각 2반복(또는 시험 시료 수의 최소 5% 중 더 많은 쪽) 및 분석할 시험 시료로 구성된다. QC는 런 전체의 정확성과 정밀성이 보장되도록 런 안에 분산 배치하여야 한다. 시험 시료는 항상 QC로 앞뒤를 둘러싸야 한다.

An analytical run consists of a blank sample (processed matrix sample without analyte and without IS), a zero sample (processed matrix with IS), calibration standards at a minimum of 6 concentration levels, at least 3 levels of QCs (low, medium and high) in duplicate (or at least 5% of the number of study samples, whichever is higher) and the study samples to be analysed. The QCs should be interspersed in the run in such a way that the accuracy and precision of the whole run is ensured. Study samples should always be bracketed by QCs.

표준원액의 정확성과 안정성이 검증되지 않았다면, 검량선 표준시료와 QC는 따로 조제한 표준원액을 사용하여 독립적으로 첨가하여야 한다. 모든 시료(검량선 표준시료, QC 및 시험 시료)는 분석하고자 하는 순서대로 하나의 시료 배치로 처리하고 추출하여야 한다. 여러 개의 별도 배치로 처리한 시료를 하나의 분석 런에서 분석하는 것은 권장하지 않는다. 예를 들어 실온 방치 안정성의 제한 때문에 이러한 방식을 피할 수 없다면, 각 시료 배치에 저농도, 중농도 및 고농도 QC를 포함하여야 한다.

The calibration standards and QCs should be spiked independently using separately prepared stock solutions, unless the accuracy and stability of the stock solutions have been verified. All samples (calibration standards, QCs and study samples) should be processed and extracted as one single batch of samples in the order in which they are intended to be analysed. Analysing samples that were processed as several separate batches in a single analytical run is discouraged. If such an approach cannot be avoided, for instance due to bench top stability limitations, each batch of samples should include low, medium and high QCs.

비교 BA/BE 시험의 경우, 변동을 줄이기 위하여 한 대상자의 모든 시료를 하나의 분석 런에서 함께 분석하는 것이 바람직하다.

For comparative BA/BE studies, it is advisable to analyse all samples of one subject together in one analytical run to reduce variability.

시험 시료 분석 중에 발생하는 잔류(carry-over)의 영향을 평가하고 보고하여야 한다(3.2.6항 참조). 잔류가 검출되면, 측정 농도에 대한 그 영향을 완화하거나(예: 시험 시료를 무작위 배치하지 않음, 고농도가 예상되는 시료 다음에 공시료 주입) 보고한 농도의 타당성을 생체시료 분석 보고서에서 근거를 들어 입증하여야 한다.

The impact of any carry-over that occurs during study sample analysis should be assessed and reported (Refer to Section 3.2.6). If carry-over is detected, its impact on the measured concentrations should be mitigated (e.g., non-randomisation of study samples, injection of blank samples after samples with an expected high concentration) or the validity of the reported concentrations should be justified in the Bioanalytical Report.

분석 런의 채택 또는 기각 기준은 프로토콜, 시험계획 또는 SOP에 정하여야 한다. 한 런에 여러 배치가 포함된 경우, 허용기준은 런 전체와 개별 배치 모두에 적용하여야 한다. 런 안의 한 배치가 배치 허용기준을 충족하지 못하여 기각되더라도 런은 허용기준을 충족할 수 있다. 부적합 배치의 검량선 표준시료는 해당 분석 런 안의 다른 배치의 채택을 뒷받침하는 데 사용할 수 없다.

Criteria for the acceptance or rejection of an analytical run should be defined in the protocol, in the study plan or in an SOP. In the case that a run contains multiple batches, acceptance criteria should be applied to the whole run and to the individual batches. It is possible for the run to meet acceptance criteria, even if a batch within that run is rejected for failing to meet the batch acceptance criteria. Calibration standards in a failed batch cannot be used to support the acceptance of other batches within the analytical run.

검량선 표준시료의 역산 농도는 공칭값의 ±15% 이내이어야 하며, 정량 하한(LLOQ)은 ±20% 이내이어야 한다. 검량선 표준시료 농도의 최소 75%가 이 기준을 충족하여야 하며, 여기에는 최소 6개 농도 수준이 포함되어야 한다. 6개를 초과하는 검량선 표준시료 수준을 사용하고 그중 하나가 기준을 충족하지 못하면, 해당 검량선 표준시료를 기각하고 이를 제외한 검량선을 재평가하여 새로 회귀분석을 수행하여야 한다.

The back-calculated concentrations of the calibration standards should be within ±15% of the nominal value, except for the LLOQ for which it should be within ±20%. At least 75% of the calibration standard concentrations, which should include a minimum of six concentration levels, should fulfil these criteria. If more than six calibration standard levels are used and one of the calibration standards does not meet the criteria, this calibration standard should be rejected and the calibration curve without this calibration standard should be re-evaluated and a new regression analysis performed.

기각된 검량선 표준시료가 LLOQ이면, 이 분석 런의 새로운 하한은 검량선에서 그다음으로 낮은 적합한 검량선 표준시료가 된다. 이 새로운 하한 검량선 표준시료는 원래의 허용기준(즉, ±15%)을 그대로 유지한다. 최고 농도 검량선 표준시료가 기각되면, 이 분석 런의 ULOQ는 검량선에서 그다음으로 높은 적합한 검량선 표준시료가 된다. 수정된 검량 범위는 최소 3개의 QC 농도 수준(저농도, 중농도 및 고농도)을 포괄하여야 한다. 수정된 범위를 벗어난 시험 시료는 재분석하여야 한다. 반복 검량선 표준시료를 사용하고 LLOQ 또는 ULOQ 표준시료 중 하나만 부적합하면, 검량 범위는 변경되지 않는다.

If the rejected calibration standard is the LLOQ, the new lower limit for this analytical run is the next lowest acceptable calibration standard of the calibration curve. This new lower limit calibration standard will retain its original acceptance criteria (i.e., ±15%). If the highest calibration standard is rejected, the ULOQ for this analytical run is the next acceptable highest calibration standard of the calibration curve. The revised calibration range should cover at least 3 QC concentration levels (low, medium and high). Study samples outside of the revised range should be reanalysed. If replicate calibration standards are used and only one of the LLOQ or ULOQ standards fails, the calibration range is unchanged.

전체 QC의 최소 2/3와 각 농도 수준의 최소 50%가 공칭값의 ±15% 이내이어야 한다. 이 기준을 충족하지 못하면 해당 분석 런을 기각하여야 한다. 부적합 분석 런에 포함된 모든 시험 시료에 대하여 후속 분석을 위한 새로운 분석 배치를 조제하여야 한다. 부적합이 규명 가능한 기술적 원인에 의한 것이면, 시료를 재주입할 수 있다.

At least 2/3 of the total QCs and at least 50% at each concentration level should be within ±15% of the nominal values. If these criteria are not fulfilled the analytical run should be rejected. A new analytical batch should be prepared for all study samples within the failed analytical run for subsequent analysis. In the cases where the failure is due to an assignable technical cause, samples may be reinjected.

희석 후 재분석하는 시료를 포함한 분석 런에는 시험 시료 분석 중 희석 방법의 정확성과 정밀성을 확인하기 위하여 희석 QC를 포함하여야 한다. 희석 QC의 농도는 희석하는 시험 시료의 농도(또는 ULOQ)를 초과하여야 하며, 같은 희석 배수로 희석하여야 한다. 한 분석 런에서 여러 희석 배수를 사용하는 경우, 희석 QC는 최고 및 최저 희석 배수로만 희석하면 된다. 희석 QC의 런 내 허용기준은 희석한 시험 시료의 채택에만 영향을 미치며, 분석 런의 결과에는 영향을 미치지 않는다.

Analytical runs containing samples that are diluted and reanalysed should include dilution QCs to verify the accuracy and precision of the dilution method during study sample analysis. The concentration of the dilution QCs should exceed that of the study samples being diluted (or of the ULOQ) and they should be diluted using the same dilution factor. If multiple dilution factors are used in one analytical run, then dilution QCs need only be diluted by the highest and lowest dilution factors. The within-run acceptance criteria of the dilution QC(s) will only affect the acceptance of the diluted study samples and not the outcome of the analytical run.

여러 분석물질을 동시에 분석하는 경우, 분석하는 각 분석물질마다 검량선이 하나씩 있어야 한다. 분석 런이 한 분석물질에 대해서는 적합하지만 다른 분석물질에 대해서는 기각되어야 하는 경우, 적합한 분석물질의 자료는 사용하여야 한다. 기각된 분석물질의 측정은 재분석하는 분석물질에 대해서만 재추출 및 분석을 필요로 한다. 이 재분석한 분석물질의 자료만 보고하면 된다.

When several analytes are assayed simultaneously, there should be one calibration curve for each analyte studied. If an analytical run is acceptable for one analyte but has to be rejected for another analyte, the data for the accepted analyte should be used. The determination of the rejected analyte requires re-extraction and analysis only for the analyte that is reanalysed. Only data for this reanalysed analyte needs to be reported.

통과하여 채택된 런의 검량선 표준시료 및 QC의 역산 농도를 보고하여야 한다. 채택된 모든 런의 QC에 대한 전체(런 간) 정확성과 정밀성을 각 농도 수준별로 계산하여 분석 보고서에 보고하여야 한다(8항 문서화 및 표 1 참조). 전체 평균 정확성 및/또는 정밀성이 15% 기준을 충족하지 못하면, 편차의 원인을 규명하기 위한 조사를 수행하여야 한다. 비교 BA/BE 시험의 경우, 이는 자료의 기각으로 이어질 수 있다.

The back-calculated concentrations of the calibration standards and QCs of passed and accepted runs should be reported. The overall (between-run) accuracy and precision of the QCs of all accepted runs should be calculated at each concentration level and reported in the analytical report (Refer to Section 8 Documentation and Table 1). If the overall mean accuracy and/or precision fails the 15% criterion, an investigation to determine the cause of the deviation should be conducted. In the case of comparative BA/BE studies, it may result in the rejection of the data.

시험 시료 분석 시작 전에 시험 시료의 분석물질 농도 범위가 좁다는 것이 알려져 있거나 예상되는 경우, 시험 시료의 농도를 적절히 반영하도록 검량선 범위를 좁히거나, QC 농도를 조정하거나, 필요에 따라 다른 농도 수준의 QC를 새로 추가하는 것이 권장된다.

If a narrow range of analyte concentrations of the study samples is known or anticipated before the start of study sample analysis, it is recommended to either narrow the calibration curve range, adapt the concentrations of the QCs, or add new QCs at different concentration levels as appropriate, to adequately reflect the concentrations of the study samples.

의도한 치료 용량에서 시료 분석 시작 후 시험 시료가 예상치 못하게 검량선의 한쪽 끝에 몰려 있는 것이 발견되면, 분석을 중단하고 시험 시료 분석을 계속하기 전에 표준 검량 범위를 좁히거나(즉, 부분 밸리데이션), 기존 QC 농도를 수정하거나, 관찰된 범위 안에서 추가 농도의 QC를 원래 검량선에 추가하여야 한다. 검량선 범위 또는 QC 농도를 최적화하기 전에 분석한 시료를 재분석할 필요는 없다.

At the intended therapeutic dose(s), if an unanticipated clustering of study samples at one end of the calibration curve is encountered after the start of sample analysis, the analysis should be stopped and either the standard calibration range narrowed (i.e., partial validation), existing QC concentrations revised, or QCs at additional concentrations added to the original curve within the observed range before continuing with study sample analysis. It is not necessary to reanalyse samples analysed before optimising the calibration curve range or QC concentrations.

시험 시료의 분석물질 농도 중 다수가 ULOQ를 초과하는 경우에도 마찬가지이다. 가능하다면 검량선 범위를 변경하고 QC를 추가하거나 그 농도를 수정하여야 한다. 검량선 범위를 변경할 수 없거나 ULOQ를 초과하는 농도의 시료 수가 많지 않으면, 밸리데이션된 희석 방법에 따라 시료를 희석하여야 한다.

The same applies if a large number of the analyte concentrations of the study samples are above the ULOQ. The calibration curve range should be changed, if possible, and QC(s) added or their concentrations modified. If it is not possible to change the calibration curve range or the number of samples with a concentration above the ULOQ is not large, samples should be diluted according to the validated dilution method.

최소 2개의 QC 수준이 시험 시료에서 측정된 농도 범위 안에 있어야 한다. 검량선 범위를 변경한 경우, 반응 함수를 확인하고 정확성과 정밀성을 보장하기 위하여 생체시료 분석법을 재밸리데이션(부분 밸리데이션)하여야 한다.

At least 2 QC levels should fall within the range of concentrations measured in study samples. If the calibration curve range is changed, the bioanalytical method should be revalidated (partial validation) to verify the response function and to ensure accuracy and precision.

시험 시료 재분석의 가능한 사유, 반복 횟수 및 보고할 값을 선택하는 판정 기준은 시험 시료 분석을 실제로 시작하기 전에 프로토콜, 시험계획 또는 SOP에 미리 정하여야 한다. 여러 분석물질을 분석하는 시험 시료에서, 다른 분석물질이 허용기준을 충족하지 못한다고 하여 한 분석물질의 유효한 결과를 기각해서는 안 된다.

Possible reasons for reanalysis of study samples, the number of replicates and the decision criteria to select the value to be reported should be predefined in the protocol, study plan or SOP, before the actual start of the analysis of the study samples. For study samples in which multiple analytes are being analysed, a valid result for one analyte should not be rejected if the other analyte fails the acceptance criteria.

재분석한 시료의 수(및 전체 시료 수에 대한 백분율)를 생체시료 분석 보고서에 보고하고 고찰하여야 한다. 비교 BA/BE 시험의 경우, 기각된 런의 값은 별도의 표로 보고하여야 한다.

The number of samples (and percentage of total number of samples) that have been reanalysed should be reported and discussed in the Bioanalytical Report. For comparative BA/BE studies, a separate table should report values from rejected runs.

시험 시료 재분석 사유의 몇 가지 예는 다음과 같다.

Some examples of reasons for study sample reanalysis are:

비교 BA/BE 시험의 경우, PK상의 이유(예: 시료 농도가 예상 프로파일과 맞지 않음)로 시험 시료를 재분석하는 것은 시험 결과에 편향을 일으킬 수 있으므로 허용되지 않는다.

For comparative BA/BE studies, reanalysis of study samples for a PK reason (e.g., a sample concentration does not fit with the expected profile) is not acceptable, as it may bias the study result.

재분석한 모든 시료를 생체시료 분석 보고서에서 식별하고, 최초 값, 재분석 사유, 재분석에서 얻은 값, 최종 채택 값 및 채택 근거를 제시하여야 한다. 또한 사유별로 재분석한 시료의 총수를 정리한 요약표를 제시하여야 한다. 첫 분석에서 보고할 수 없는 결과가 나온 경우(예: ULOQ 초과 농도 또는 장비 오작동)에는 1회 재분석으로 충분한 것으로 본다. 값을 확인할 필요가 있는 경우(예: 측정 가능한 농도가 나온 투여 전 시료)에는 시료량이 허용하면 반복 측정이 요구된다.

Any reanalysed samples should be identified in the Bioanalytical Report and the initial value, the reason for reanalysis, the values obtained in the reanalyses, the final accepted value and a justification for the acceptance should be provided. Further, a summary table of the total number of samples that have been reanalysed for each reason should be provided. In cases where the first analysis yields a non-reportable result, a single reanalysis is considered sufficient (e.g., concentration above the ULOQ or equipment malfunction). In cases where the value needs to be confirmed (e.g., pre-dose sample with measurable concentrations) replicate determinations are required if sample volume allows.

시험대상자의 안전은 시험의 다른 어떤 측면보다도 우선하여야 한다. 따라서 안전성 조사를 목적으로 특정 시험 시료를 재분석할 필요가 있는 다른 상황이 있을 수 있다.

The safety of trial subjects should take precedence over any other aspect of the trial. Consequently, there may be other circumstances when it is necessary to reanalyse specific study samples for the purpose of a safety investigation.

재주입 재현성이 밸리데이션 중에 입증되었거나 재주입을 수행한 시험의 생체시료 분석 보고서에 제시된 경우, 장비 고장 시 처리된 시료를 재주입할 수 있다. 규명된 분석상의 원인 없이 단지 검량선 표준시료 또는 QC가 부적합하다는 이유로 분석 런 전체 또는 개별 검량선 표준시료나 QC를 재주입하는 것은 허용되지 않는다.

Reinjection of processed samples can be made in the case of equipment failure if reinjection reproducibility has been demonstrated during validation or provided in the Bioanalytical Report where it was conducted. Reinjection of a full analytical run or of individual calibration standards or QCs simply because the calibration standards or QCs failed, without any identified analytical cause, is not acceptable.

크로마토그램 적분 및 재적분은 시험계획, 프로토콜 또는 SOP에 기술하여야 한다. 사전에 기술한 절차에서 벗어난 사항은 모두 생체시료 분석 보고서에서 고찰하여야 한다. 수동 적분을 포함하여 재적분이 필요했던 크로마토그램의 목록과 재적분 사유를 생체시료 분석 보고서에 포함하여야 한다. 원래의 크로마토그램과 재적분한 크로마토그램, 그리고 최초 및 반복 적분 결과는 향후 참조를 위하여 보관하여야 하며, 비교 BA/BE 시험의 경우 생체시료 분석 보고서에 제출하여야 한다.

Chromatogram integration and reintegration should be described in a study plan, protocol or SOP. Any deviation from the procedures described a priori should be discussed in the Bioanalytical Report. The list of chromatograms that required reintegration, including any manual integrations, and the reasons for reintegration should be included in the Bioanalytical Report. Original and reintegrated chromatograms and initial and repeat integration results should be kept for future reference and submitted in the Bioanalytical Report for comparative BA/BE studies.

표준품은 특성이 잘 분석되고 문서화되어 있어야 한다(예: CoA 및 기원). 생물의약품은 구조가 매우 복잡하며, 생체시료 분석용 결합 시약과의 반응성은 원료의약품 제조공정의 변경에 영향을 받을 수 있다. 검량선 표준시료 및 QC 조제에 사용하는 표준품의 제조 배치는 가능하면 비임상시험 및 임상시험에서 투여에 사용한 것과 같은 원료의약품 배치에서 유래한 것이 권장된다. 생체시료 분석에 사용하는 표준품 배치를 변경하는 경우, 분석법의 성능 특성이 허용기준 이내임을 보장하기 위하여 사용 전에 원래 물질과 새 물질로 만든 QC로 생체시료 분석 평가를 수행하여야 한다.

The reference standard should be well characterised and documented (e.g., CoA and origin). A biological drug has a highly complex structure and its reactivity with binding reagents for bioanalysis may be influenced by a change in the manufacturing process of the drug substance. It is recommended that the manufacturing batch of the reference standard used for the preparation of calibration standards and QCs is derived from the same batch of drug substance as that used for dosing in the nonclinical and clinical studies whenever possible. If the reference standard batch used for bioanalysis is changed, bioanalytical evaluation should be carried out with QCs from the original material and the new material prior to use to ensure that the performance characteristics of the method are within the acceptance criteria.

결합 시약(예: 결합 단백질, 앱타머, 항체 또는 접합 항체)과 효소 부분을 포함하는 시약 등 핵심 시약은 분석 결과에 직접적인 영향을 미치므로 그 품질을 보증하여야 한다. 핵심 시약은 분석물질과 결합하며, 상호작용 시 분석물질 농도에 상응하는 기기 신호를 일으킨다. 핵심 시약은 분석법에서 확인하고 정의하여야 한다.

Critical reagents, including binding reagents (e.g., binding proteins, aptamers, antibodies or conjugated antibodies) and those containing enzymatic moieties, have direct impact on the results of the assay and, therefore, their quality should be assured. Critical reagents bind the analyte and, upon interaction, lead to an instrument signal corresponding to the analyte concentration. The critical reagents should be identified and defined in the assay method.

핵심 시약을 자체 제조하든 상업적으로 구매하든, 신뢰할 수 있는 조달을 분석법 개발 초기에 고려하여야 한다. 핵심 시약의 데이터 시트에는 최소한 확인, 출처, 배치/로트 번호, 순도(해당되는 경우), 농도(해당되는 경우) 및 안정성/재시험일/보관 조건을 포함하여야 한다(표 1 참조). 추가 특성이 필요할 수 있다.

Reliable procurement of critical reagents, whether manufactured in-house or purchased commercially, should be considered early in method development. The data sheet for the critical reagent should include at a minimum identity, source, batch/lot number, purity (if applicable), concentration (if applicable) and stability/retest date/storage conditions (Refer to Table 1). Additional characteristics may be warranted.

핵심 시약의 원래 배치와 새 배치 간 일관성을 보장하기 위하여 핵심 시약 수명주기 관리 절차가 필요하다. 시약 성능은 생체시료 분석법을 사용하여 평가하여야 한다. 핵심 시약의 경미한 변경은 분석법 성능에 영향을 주지 않을 것으로 예상되는 반면, 중대한 변경은 성능에 유의한 영향을 줄 수 있다. 변경이 경미하면(예: 한 시약의 공급처 변경), 특성 확인을 위하여 정확성 및 정밀성 비교 평가 1회로 충분하다. 변경이 중대하면 추가 밸리데이션 실험이 필요하다. 이상적으로는, 변경 평가에서 새 시약을 사용한 분석법과 기존 시약을 사용한 분석법을 직접 비교한다. 중대한 변경에는 항체 생산 방법의 변경, 다클론 항체를 위한 동물로부터의 추가 채혈, 단클론 항체 생산을 위한 새 클론 또는 새 공급업체 등이 포함되며, 이에 국한되지 않는다.

A critical reagent lifecycle management procedure is necessary to ensure consistency between the original and new batches of critical reagents. Reagent performance should be evaluated using the bioanalytical method. Minor changes to critical reagents would not be expected to influence the method performance, whereas major changes may significantly impact the performance. If the change is minor (e.g., the source of one reagent is changed), a single comparative accuracy and precision assessment is sufficient for characterisation. If the change is major, then additional validation experiments are necessary. Ideally, assessment of changes will compare the method with the new reagents to the method with the old reagents directly. Major changes include, but are not limited to, change in production method of antibodies, additional blood collection from animals for polyclonal antibodies and new clones or new supplier for monoclonal antibody production.

핵심 시약의 사용 연장 또는 교체를 뒷받침하기 위하여 재시험일과 밸리데이션 항목을 문서화하여야 한다. 시약의 안정성 시험은 생체시료 분석법에서의 성능과 시약 보관 조건에 관한 일반 지침에 근거하여야 한다. 이는 공급업체가 정한 유효기한을 넘어 연장될 수 있다. 핵심 시약의 사용 연장 또는 교체를 뒷받침하기 위하여 성능 항목을 문서화하여야 한다.

Retest dates and validation parameters should be documented in order to support the extension or replacement of the critical reagent. Stability testing of the reagents should be based upon the performance in the bioanalytical method and upon general guidance for reagent storage conditions. It can be extended beyond the expiry date from the supplier. The performance parameters should be documented in order to support the extension or replacement of the critical reagent.

리간드 결합 분석(LBA)에는 대부분 마이크로타이터 플레이트를 사용하며, 시험 시료는 시료당 1개 이상의 웰을 사용하는 분석 형식으로 분석할 수 있다. 분석 형식은 프로토콜, 시험계획 또는 SOP에 명시하여야 한다. 분석법 개발 및 분석법 밸리데이션을 시료당 1개 또는 그 이상의 웰을 사용하여 수행했다면, 시험 시료 분석도 각각 시료당 1개 또는 그 이상의 웰을 사용하여 수행하여야 한다. 시료당 여러 웰을 사용하는 경우, 보고 가능한 시료 농도는 반복 웰 반응의 평균을 계산하거나 각 반응으로부터 계산한 농도를 평균하여 정하여야 한다. 자료 평가는 보고 가능한 농도에 대하여 수행하여야 한다.

Most often microtitre plates are used for LBAs and study samples can be analysed using an assay format of 1 or more well(s) per sample. The assay format should be specified in the protocol, study plan or SOP. If method development and method validation are performed using 1 or more well(s) per sample, then study sample analysis should also be performed using 1 or more well(s) per sample, respectively. If multiple wells per sample are used, the reportable sample concentration should be determined either by calculating the mean of the responses from the replicate wells or by averaging the concentrations calculated from each response. Data evaluation should be performed on reportable concentrations.

LBA에서 특이성은 교차반응성 개념과 관련된다. 결합 시약이 표적 분석물질에 특이적으로 결합하되, 공존하는 구조적으로 관련된 분자(예: 내인성 화합물, 이성질체(isoform) 또는 구조적으로 관련된 병용약물)와 교차반응하지 않는 것이 중요하다. 특이성은 시험 시료에서 예상되는 구조적으로 관련된 분자의 최대 농도로 관련 분자를 공 매트릭스 시료에 첨가하여 평가한다.

Specificity is related to the concept of cross-reactivity in LBA. It is important that the binding reagent specifically binds to the target analyte but does not cross-react with coexisting structurally related molecules (e.g., endogenous compounds, isoforms or structurally related concomitant medication). Specificity is evaluated by spiking blank matrix samples with related molecules at the maximal concentration(s) of the structurally related molecule anticipated in study samples.

시험 시료에서 예상되는 최대 농도의 관련 분자 존재하에서 LLOQ 및 ULOQ에서의 표적 분석물질 정확성을 조사하여야 한다. 관련 분자를 첨가한 공시료의 반응은 LLOQ 미만이어야 한다. 관련 분자 존재하에서 표적 분석물질의 정확성은 공칭값의 ±25% 이내이어야 한다.

The accuracy of the target analyte at the LLOQ and at the ULOQ should be investigated in the presence of related molecules at the maximal concentration(s) anticipated in study samples. The response of blank samples spiked with related molecules should be below the LLOQ. The accuracy of the target analyte in presence of related molecules should be within ±25% of the nominal values.

비특이성이 있는 경우, 공 매트릭스에 간섭 분자를 농도를 높여 가며 첨가하고 LLOQ 및 ULOQ에서 표적 분석물질의 정확성을 측정하여 분석법에 대한 영향을 평가하여야 한다. 간섭이 일어나는 관련 분자의 최소 농도를 확인하는 것이 필수적이다. 시료 분석 중 적절한 완화 조치를 적용하여야 한다. 예를 들어 LLOQ/ULOQ를 그에 맞게 조정하거나 새 분석법을 고려할 필요가 있을 수 있다.

In the event of non-specificity, the impact on the method should be evaluated by spiking increasing concentrations of interfering molecules in blank matrix and measuring the accuracy of the target analyte at the LLOQ and ULOQ. It is essential to determine the minimum concentration of the related molecule where interference occurs. Appropriate mitigation during sample analysis should be employed, e.g., it may be necessary to adjust the LLOQ/ULOQ accordingly or consider a new method.

분석법 개발 및 초기 분석법 밸리데이션 중에는 이러한 “관련 분자”를 구할 수 없는 경우가 많다. 특이성의 추가 평가는 최초 밸리데이션이 완료된 후에 수행할 수 있다.

During method development and early method validation, these “related molecules” are frequently not available. Additional evaluation of specificity may be conducted after the original validation is completed.

선택성은 비특이적 매트릭스 성분 존재하에서 목적 분석물질을 검출하고 구별하는 분석법의 능력이다. 매트릭스에는 분해 효소, 이종친화성 항체 또는 류마티스 인자처럼 목적 분석물질을 간섭할 수 있는 비특이적 매트릭스 성분이 포함될 수 있다.

Selectivity is the ability of the method to detect and differentiate the analyte of interest in the presence of non-specific matrix components. The matrix can contain non-specific matrix component such as degrading enzymes, heterophilic antibodies or rheumatoid factor which may interfere with the analyte of interest.

선택성은 대부분 문제가 발생하는 분석 범위의 하단에서 평가하여야 하지만, 더 높은 분석물질 농도에서도 선택성을 평가하는 것이 권장된다. 따라서 선택성은 최소 10개의 개별 공급원에서 얻은 공시료를 사용하고, 개별 공 매트릭스에 LLOQ 및 고농도 QC 수준으로 첨가하여 평가한다. 희귀 매트릭스의 경우에는 더 적은 수의 공급원을 사용하는 것이 허용될 수 있다. 개별 공급원의 최소 80%에서 공시료의 반응이 LLOQ 미만이어야 한다.

Selectivity should be evaluated at the low end of an assay where problems occur in most cases, but it is recommended that selectivity is also evaluated at higher analyte concentrations. Therefore, selectivity is evaluated using blank samples obtained from at least 10 individual sources and by spiking the individual blank matrices at the LLOQ and at the high QC level. Use of fewer sources may be acceptable in the case of rare matrices. The response of the blank samples should be below the LLOQ in at least 80% of the individual sources.

평가한 개별 공급원의 최소 80%에서 정확성이 공칭 농도의 LLOQ에서 ±25% 이내, 고농도 QC 수준에서 ±20% 이내이어야 한다.

The accuracy should be within ±25% at the LLOQ and within ±20% at the high QC level of the nominal concentration in at least 80% of the individual sources evaluated.

선택성은 지질혈증 시료 및 용혈 시료에서 평가하여야 한다(3.2.1항 참조). 지질혈증 및 용혈 시료의 경우, 단일 공급원의 매트릭스를 사용하여 1회 평가할 수 있다. 선택성은 관련 환자군(예: 해당되는 경우 신장애 또는 간장애 환자, 염증성 질환 또는 면역항암 환자)의 시료에서 평가하여야 한다. 관련 환자군의 경우, 최소 5명의 개별 환자가 있어야 한다.

Selectivity should be evaluated in lipaemic samples and haemolysed samples (Refer to Section 3.2.1). For lipaemic and haemolysed samples, tests can be evaluated once using a single source of matrix. Selectivity should be assessed in samples from relevant patient populations (e.g., renally or hepatically impaired patients, inflammatory or immuno-oncology patients if applicable). In the case of relevant patient populations, there should be at least five individual patients.

검량선은 분석물질의 공칭 농도와 분석물질에 대한 분석 플랫폼의 반응 사이의 관계를 보여 준다. 매트릭스에 알려진 양의 분석물질을 첨가하여 조제한 검량선 표준시료는 검량 범위에 걸쳐 있으며 검량선을 구성한다. 검량선 표준시료는 시험 시료와 같은 생체 매트릭스로 조제하여야 한다. 검량 범위는 최저 검량선 표준시료인 LLOQ와 최고 검량선 표준시료인 ULOQ로 정의한다. 분석법 밸리데이션 중 분석하는 각 분석물질마다, 그리고 각 분석 런마다 검량선이 하나씩 있어야 한다. 필요한 경우, 대체 매트릭스의 사용은 과학적 근거로 타당성을 입증하여야 한다.

The calibration curve demonstrates the relationship between the nominal analyte concentration and the response of the analytical platform to the analyte. Calibration standards, prepared by spiking matrix with a known quantity of analyte, span the calibration range and comprise the calibration curve. Calibration standards should be prepared in the same biological matrix as the study samples. The calibration range is defined by the LLOQ, which is the lowest calibration standard, and the ULOQ, which is the highest calibration standard. There should be one calibration curve for each analyte studied during method validation and for each analytical run. If needed, the use of surrogate matrix should be scientifically justified.

검량선은 LLOQ 및 ULOQ 표준시료를 포함한 최소 6개 농도 수준의 검량선 표준시료와 공시료 1개로 작성하여야 한다. 공시료는 검량선 변수 계산에 포함하지 않아야 한다. 곡선 적합을 개선하기 위하여 검량선의 LLOQ 미만 및 ULOQ 초과 농도의 앵커 포인트 시료를 사용할 수도 있다. 검량선의 반응과 농도 사이의 관계는 하부 및 상부 점근선 근처에 데이터 포인트가 있는 경우 대부분 4-변수 또는 5-변수 로지스틱 모델로 적합한다. 다른 모델은 적절히 타당성을 입증하여야 한다.

A calibration curve should be generated with at least 6 concentration levels of calibration standards, including LLOQ and ULOQ standards, plus a blank sample. The blank sample should not be included in the calculation of calibration curve parameters. Anchor point samples at concentrations below the LLOQ and above the ULOQ of the calibration curve may also be used to improve curve fitting. The relationship between response and concentration for a calibration curve is most often fitted by a 4- or 5-parameter logistic model if there are data points near the lower and upper asymptotes. Oher models should be suitably justified.

런 간 변동에 기여할 수 있는 요인을 고려하여 여러 날에 걸쳐 최소 6개의 독립적인 런을 평가하여야 한다.

A minimum of 6 independent runs should be evaluated over several days considering the factors that may contribute to between-run variability.

각 검량선 표준시료의 역산 농도의 정확성과 정밀성은 LLOQ 및 ULOQ에서 공칭 농도의 ±25% 이내, 그 밖의 모든 수준에서 ±20% 이내이어야 한다. 앵커 포인트를 제외한 검량선 표준시료의 최소 75%, 그리고 LLOQ 및 ULOQ를 포함한 최소 6개 농도 수준의 검량선 표준시료가 위 기준을 충족하여야 한다. 앵커 포인트는 곡선의 정량 가능 범위를 벗어나므로 허용기준이 필요하지 않다.

The accuracy and precision of back-calculated concentrations of each calibration standard should be within ±25% of the nominal concentration at the LLOQ and ULOQ, and within ±20% at all other levels. At least 75% of the calibration standards excluding anchor points, and a minimum of 6 concentration levels of calibration standards, including the LLOQ and ULOQ, should meet the above criteria. The anchor points do not require acceptance criteria since they are beyond the quantifiable range of the curve.

검량선은 가급적 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료를 사용하여 작성하여야 한다. 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료를 사용하지 않는 경우, 냉동 보관한 검량선 표준시료를 설정된 안정성 기간 이내에서 사용할 수 있다.

The calibration curve should preferably be prepared using freshly spiked calibration standards. If freshly spiked calibration standards are not used, the frozen calibration standards can be used within their defined period of stability.

QC는 시험 시료를 모사하기 위한 것으로, 매트릭스에 알고 있는 양의 분석물질을 첨가하여 조제하고, 시험 시료에 예상되는 조건으로 보관한 후 분석하여 분석법의 유효성을 평가하여야 한다.

The QCs are intended to mimic study samples and should be prepared by spiking matrix with a known quantity of analyte, stored under the conditions anticipated for study samples and analysed to assess the validity of the analytical method.

QC 조제를 위한 희석 계열은 검량선 표준시료 조제를 위한 희석 계열과 완전히 독립적이어야 한다. 정확한 조제와 안정성이 확인된 경우에는 같은 표준원액(또는 작업용 원액)으로부터 조제할 수 있다. QC는 검량선 범위 안에서 최소 5개 농도 수준으로 조제하여야 한다. 분석물질은 LLOQ, LLOQ의 3배 이내(저농도 QC), 검량선 범위의 기하평균 부근(중농도 QC), ULOQ의 75% 이상(고농도 QC) 및 ULOQ에 첨가하여야 한다.

The dilution series for the preparation of the QCs should be completely independent from the dilution series for the preparation of calibration standard samples. They may be prepared from the same stock solution (or working stock) provided the accurate preparation and stability have been verified. The QCs should be prepared at a minimum of 5 concentration levels within the calibration curve range: The analyte should be spiked at the LLOQ, within three times of the LLOQ (low QC), around the geometric mean of the calibration curve range (medium QC), and at least at 75% of the ULOQ (high QC) and at the ULOQ.

정확성 및 정밀성 평가용이 아닌 밸리데이션 런에서는 저농도, 중농도 및 고농도 QC를 2반복으로 분석할 수 있다. 이들 QC는 검량선 표준시료와 함께 해당 런의 채택 또는 기각의 근거가 된다.

For non-accuracy and precision validation runs, low, medium and high QCs may be analysed in duplicate. These QCs, along with the calibration standards, will provide the basis for the acceptance or rejection of the run.

정확성 및 정밀성은 각 런 안(런 내)과 서로 다른 런(런 간)에서 QC를 분석하여 구하여야 한다. 정확성과 정밀성은 같은 런과 데이터를 사용하여 평가하여야 한다.

Accuracy and precision should be determined by analysing the QCs within each run (within-run) and in different runs (between-run). Accuracy and precision should be evaluated using the same runs and data.

정확성 및 정밀성은 2일 이상에 걸쳐 최소 6개 런에서, 각 QC 농도 수준(LLOQ, 저농도, 중농도, 고농도, ULOQ)마다 런당 최소 3반복을 분석하여 구하여야 한다. 보고하는 분석법 밸리데이션 데이터와 정확성 및 정밀성 산출에는 오류가 명백하고 문서화된 경우를 제외한 모든 결과를 포함하여야 한다.

Accuracy and precision should be determined by analysing at least 3 replicates per run at each QC concentration level (LLOQ, low, medium, high, ULOQ) in at least 6 runs over 2 or more days. Reported method validation data and the determination of accuracy and precision should include all results obtained, except those cases where errors are obvious and documented.

런 내 정확성 및 정밀성 데이터는 런마다 보고하여야 한다. 모든 런에서 런 내 정확성 또는 정밀성 기준을 충족하지 못한 경우, 각 QC 수준에 대해 런 내 정확성 및 정밀성의 전체 추정값을 계산하여야 한다. 런 간(중간) 정밀성 및 정확성은 모든 런의 데이터를 합하여 계산하여야 한다.

Within-run accuracy and precision data should be reported for each run. If the within-run accuracy or precision criteria are not met in all runs, an overall estimate of within-run accuracy and precision for each QC level should be calculated. Between-run (intermediate) precision and accuracy should be calculated by combining the data from all runs.

각 농도 수준에서 전체 런 내 및 런 간 정확성은 이론값의 ±20% 이내이어야 하며, LLOQ와 ULOQ는 이론값의 ±25% 이내이어야 한다. 각 수준에서 구한 QC 농도의 런 내 및 런 간 정밀성은 20%를 넘지 않아야 하며, LLOQ와 ULOQ에서는 25%를 넘지 않아야 한다.

The overall within-run and between-run accuracy at each concentration level should be within ±20% of the nominal values, except for the LLOQ and ULOQ, which should be within ±25% of the nominal value. Within-run and between-run precision of the QC concentrations determined at each level should not exceed 20%, except at the LLOQ and ULOQ, where it should not exceed 25%.

정확성 및 정밀성 평가용이 아닌 밸리데이션 런에서는 전체 QC의 2/3 이상, 각 농도 수준의 50% 이상이 이론값의 ±20% 이내이어야 한다.

For non-accuracy and precision validation runs, at least 2/3 of the total QCs and at least 50% at each concentration level should be within ±20% of the nominal values.

또한 총 오차(즉, 정확성 오차(%)와 정밀성(%)의 절대값 합)를 평가하여야 한다. 총 오차는 30%(LLOQ 및 ULOQ에서는 40%)를 넘지 않아야 한다.

Furthermore, the total error (i.e., sum of absolute values of the errors in accuracy (%) and precision (%)) should be evaluated. The total error should not exceed 30% (40% at LLOQ and ULOQ).

잔류는 일반적으로 LBA 분석에서 문제가 되지 않는다. 그러나 분석 플랫폼이 잔류가 발생하기 쉬운 경우에는 ULOQ 검량선 표준시료 다음에 공시료를 배치하여 잔류 가능성을 조사하여야 한다. 공시료의 반응은 LLOQ 미만이어야 한다.

Carry-over is generally not an issue for LBA analyses. However, if the analytical platform is prone to carry-over, the potential of carry-over should be investigated by placing blank samples after the calibration standard at the ULOQ. The response of blank samples should be below the LLOQ.

많은 LBA는 분석 범위가 좁기 때문에, 분석물질 농도를 분석 범위 안으로 맞추기 위해 시험 시료를 희석해야 할 수 있다. 희석 직선성을 평가하여 (i) 측정 농도가 검량 범위 안에서 희석의 영향을 받지 않는다는 것과 (ii) 검량선의 ULOQ를 넘는 시료 농도가 후크 효과(즉, 분석물질의 고농도로 인한 신호 억제)의 영향을 받아 잘못된 결과를 내지 않는다는 것을 확인하여야 한다.

Due to the narrow assay range in many LBAs, study samples may require dilution in order to achieve analyte concentrations within the range of the assay. Dilution linearity should be assessed to confirm: (i) that measured concentrations are not affected by dilution within the calibration range and (ii) that sample concentrations above the ULOQ of a calibration curve are not impacted by hook effect (i.e., a signal suppression caused by high concentrations of the analyte), whereby yielding an erroneous result.

희석용 QC 조제에는 시험 시료와 같은 매트릭스를 사용하여야 한다.

The same matrix as that of the study sample should be used for preparation of the QCs for dilution.

희석 직선성은 희석 QC를 만들어 입증하여야 한다. 즉, 매트릭스에 ULOQ를 넘는 농도로 분석물질을 첨가하고, 희석하지 않은 상태로 분석(후크 효과 확인)하며, 이 시료를 공 매트릭스로 검량 범위 안의 농도까지 (최소 3개의 서로 다른 희석배수로) 희석한다. 시험하는 각 희석배수마다, 시료 분석에서 사용할 반복 수를 적용하여 독립적으로 조제한 희석 계열을 최소 3개 수행하여야 한다. 희석 QC에서 반응 감소(후크 효과)의 유무를 확인하며, 반응 감소가 관찰되고 합리적인 조치로 제거할 수 없는 경우에는 시험 시료 분석 중 이 효과를 완화하기 위한 조치를 취하여야 한다.

Dilution linearity should be demonstrated by generating a dilution QC, i.e., spiking the matrix with an analyte concentration above the ULOQ, analysed undiluted (for hook effect) and diluting this sample (to at least 3 different dilution factors) with blank matrix to a concentration within the calibration range. For each dilution factor tested, at least 3 independently prepared dilution series should be performed using the number of replicates that will be used in sample analysis. The absence or presence of response reduction (hook effect) is checked in the dilution QCs and, if observed and unable to be eliminated with reasonable measures, steps should be taken to mitigate this effect during the analysis of study samples.

각 희석에서 계산한 평균 농도는 희석 보정 후 이론 농도의 ±20% 이내이어야 하며, 정밀성은 20%를 넘지 않아야 한다.

The calculated mean concentration for each dilution should be within ±20% of the nominal concentration after correction for dilution and the precision should not exceed 20%.

시험 시료 분석에 적용하는 희석배수는 밸리데이션에서 평가한 희석배수 범위 안에 있어야 한다.

The dilution factor(s) applied during study sample analysis should be within the range of dilution factors evaluated during validation.

시료 준비, 처리 및 분석 중의 모든 단계와 사용하는 보관 조건이 분석물질의 농도에 영향을 주지 않음을 보증하기 위해 안정성 평가를 수행하여야 한다.

Stability evaluations should be carried out to ensure that every step taken during sample preparation, processing and analysis as well as the storage conditions used do not affect the concentration of the analyte.

시료 보관 기간과 온도, 시료 매트릭스, 항응고제, 용기 재질 등 안정성 시험에 적용하는 보관 및 분석 조건은 시험 시료에 사용하는 조건을 반영하여야 한다. 문헌에 발표된 데이터를 인용하는 것은 충분하지 않은 것으로 본다. 보관 기간의 밸리데이션은 시험 시료 보관 기간과 같거나 더 긴 기간 동안 보관한 QC로 수행하여야 한다.

The storage and analytical conditions applied to the stability tests, such as the sample storage times and temperatures, sample matrix, anticoagulant, and container materials should reflect those used for the study samples. Reference to data published in the literature is not considered sufficient. Validation of storage periods should be performed on QCs that have been stored for a time that is equal to or longer than the study sample storage periods.

대상 매트릭스에서 분석물질의 안정성은 저농도 및 고농도 QC를 사용하여 평가하여야 한다. 저농도 및 고농도 QC의 분취물을 0시점과, 평가 대상 보관 조건을 적용한 후에 분석한다. 각 농도 수준마다 벌크 QC를 하나씩 조제하여야 한다. 시험하는 각 농도마다 벌크 시료를 최소 3개의 분취물로 나누어 보관, 스트레스 부여 및 분석하여야 한다.

Stability of the analyte in the studied matrix should be evaluated using low and high concentration QCs. Aliquots of the low and high QCs are analysed at time zero and after the applied storage conditions that are to be evaluated. One bulk QC should be prepared at each concentration level. For each concentration tested, the bulk sample should be divided into a minimum of three aliquots that will be stored, stressed and analysed.

QC는 새로 첨가하여 조제한 검량선 표준시료로 얻은 검량선에 대해, 이에 대응하는 새로 첨가하여 조제한 QC 또는 안정성이 입증된 QC와 함께 같은 런에서 분석한다. 새로 조제한 검량선 표준시료와 QC를 사용하는 것이 바람직한 접근법이지만, 거대분자의 경우 하룻밤 냉동해야 하는 경우가 있음을 인정한다. 이러한 경우 타당한 근거를 제시하고 동결-해동 안정성을 입증하여야 한다. QC는 해동 주기 사이에 최소 12시간 동안 냉동 상태로 유지하여야 한다. 각 QC 수준의 평균 농도는 이론 농도의 ±20% 이내이어야 한다.

The QCs are analysed against a calibration curve, obtained from freshly spiked calibration standards in a run with its corresponding freshly spiked QCs or QCs for which stability has been proven. While the use of freshly prepared calibration standards and QCs is the preferred approach, it is recognised that in some cases, for macromolecules, it may be necessary to freeze them overnight. In such cases, valid justification should be provided and freeze-thaw stability demonstrated. QCs should be kept frozen for at least 12 hours between the thawing cycles. The mean concentration at each QC level should be within ±20% of the nominal concentration.

많은 LBA 분석법은 검량 범위가 좁아 시료 희석이 필요할 수 있으므로, 시험 시료의 농도가 검량선의 ULOQ보다 일관되게 높을 수 있다. 이 경우 적용하는 시료 희석을 고려하여 실제 시료 농도 범위를 대표하도록 QC 농도를 조정하여야 한다.

Since sample dilution may be required for many LBA methods due to a narrow calibration range, the concentrations of the study samples may be consistently higher than the ULOQ of the calibration curve. If this is the case, the concentration of the QCs should be adjusted, considering the applied sample dilution, to represent the actual sample concentration range.

복합제(고정용량 복합제)와 특정하게 표시된 투약 요법의 경우, 매트릭스 중 분석물질의 동결-해동, 실온 보관(bench-top) 및 장기 안정성 시험은 사례별로 투여되는 모든 화합물을 첨가한 매트릭스로 수행하여야 한다.

For fixed dose combination products and specifically labelled drug regimens, the freeze-thaw, bench-top and long-term stability tests of an analyte in matrix should be conducted with the matrix spiked with all of the dosed compounds, on a case-by-case basis.

3.2.8항에서 언급한 바와 같이, 안정성 조사는 실온 또는 시료 준비 온도에서의 실온 보관(단기) 안정성과 동결-해동 안정성을 포함하여야 한다. 또한 장기 안정성을 시험하여야 한다.

As mentioned in Section 3.2.8, the investigation of stability should cover bench top (short-term) stability at room temperature or sample preparation temperature and freeze-thaw stability. In addition, long-term stability should be studied.

화학의약품의 경우, 한 온도(예: -20°C)에서의 안정성을 더 낮은 온도(예: -70/-80°C)로 외삽할 수 있다.

For chemical drugs, the stability at one temperature (e.g., -20°C) can be extrapolated to lower temperatures (e.g., -70/-80°C).

생물의약품의 경우 브래키팅 접근법을 적용할 수 있다. 예를 들어 -70/-80°C와 -20°C에서 안정성이 입증되었다면, 시험 시료를 보관할 이 두 온도 사이의 온도에서는 안정성을 조사할 필요가 없다.

For biological drugs, a bracketing approach can be applied, e.g., in the case that the stability has been demonstrated at -70/-80°C and at -20°C, then it is not necessary to investigate the stability at temperatures in between those two points at which study samples will be stored.

시험 시료 분석은 밸리데이션 완료 후에 수행할 수 있으나, 일부 항목(예: 장기 안정성)은 나중 단계에서 완료될 수 있음을 인정한다. 데이터를 규제당국에 제출하는 시점까지는 생체시료 분석법 밸리데이션이 완료되어 있어야 한다. 시험 시료, QC 및 검량선 표준시료는 밸리데이션된 분석법에 따라 처리하여야 한다. 문서화에 대한 요구사항은 표 1을 참조한다.

The analysis of study samples can be carried out after validation has been completed, however, it is understood that some parameters may be completed at a later stage (e.g., long-term stability). By the time the data are submitted to a regulatory authority, the bioanalytical method validation should have been completed. The study samples, QCs and calibration standards should be processed in accordance with the validated analytical method. Refer to Table 1 for expectations regarding documentation.

분석 런은 공시료, 최소 6개 농도 수준의 검량선 표준시료, 2세트로 적용하는 최소 3개 수준의 QC(저농도, 중농도, 고농도)(또는 시험 시료 수의 5% 이상 중 더 많은 쪽), 그리고 분석할 시험 시료로 구성된다. 공시료는 검량선 파라미터 계산에 포함하지 않아야 한다. QC는 시험 시료가 항상 QC로 앞뒤가 둘러싸여야 한다는 점을 고려하여, 런 전체의 정확성과 정밀성이 보증되도록 런 안에 배치하여야 한다.

An analytical run consists of a blank sample, calibration standards at a minimum of 6 concentration levels, at least 3 levels of QCs (low, medium and high) applied as two sets (or at least 5% of the number of study samples, whichever is higher) and the study samples to be analysed. The blank sample should not be included in the calculation of calibration curve parameters. The QCs should be placed in the run in such a way that the accuracy and precision of the whole run is ensured taking into account that study samples should always be bracketed by QCs.

LBA에는 대개 마이크로타이터 플레이트를 사용한다. 분석 런은 하나 이상의 플레이트로 구성될 수 있다. 일반적으로 각 플레이트에는 개별 검량선 표준시료 세트와 QC가 들어간다. 각 플레이트에 자체 검량선 표준시료와 QC가 들어 있으면 각 플레이트를 개별적으로 평가하여야 한다. 그러나 일부 플랫폼에서는 시료 수용 용량이 제한될 수 있다. 이 경우 검량선 표준시료 세트는 첫 번째와 마지막 플레이트에 배치할 수 있으나, QC는 모든 플레이트에 배치하여야 한다. QC는 최소한 각 플레이트의 시험 시료 시작 부분(앞)과 끝 부분(뒤)에 배치하여야 한다. 각 플레이트의 QC와 각 검량선은 분석 런의 허용기준(4.3.2항 참조)을 충족하여야 한다. 농도 계산을 위해서는 검량선 표준시료를 합쳐 하나의 회귀분석을 수행하여야 한다.

Most often microtitre plates are used for LBAs. An analytical run may comprise of one or more plate(s). Typically, each plate contains an individual set of calibration standards and QCs. If each plate contains its own calibration standards and QCs then each plate should be assessed on its own. However, for some platforms the sample capacity may be limited. In this case, sets of calibration standards may be placed on the first and the last plate, but QCs should be placed on every single plate. QCs should be placed at least at the beginning (before) and at the end (after) of the study samples of each plate. The QCs on each plate and each calibration curve should fulfil the acceptance criteria for an analytical run (Refer to Section 4.3.2). For the calculation of concentrations, the calibration standards should be combined to conduct one regression analysis.

합친 검량선이 허용기준을 통과하지 못하면 런 전체가 부적합이 된다.

If the combined calibration curve does not pass the acceptance criteria the whole run fails.

분석 런의 채택 또는 기각 기준은 시험계획서, 시험 계획 또는 SOP에 정하여야 한다. 런에 여러 배치가 포함된 경우, 허용기준은 런 전체와 개별 배치에 모두 적용하여야 한다. 런 안의 어느 배치가 배치 허용기준을 충족하지 못해 기각되더라도 런은 허용기준을 충족할 수 있다. 부적합 배치의 검량선 표준시료는 분석 런 안의 다른 배치의 채택을 뒷받침하는 데 사용할 수 없다.

Criteria for the acceptance or rejection of an analytical run should be defined in the protocol, in the study plan or in an SOP. In the case that a run contains multiple batches, acceptance criteria should be applied to the whole run and to the individual batches. It is possible for the run to meet acceptance criteria, even if a batch within that run is rejected for failing to meet the batch acceptance criteria. Calibration standards in a failed batch cannot be used to support the acceptance of other batches within the analytical run.

검량선 표준시료의 역산 농도는 각 농도 수준에서 이론값의 ±20% 이내이어야 하며, LLOQ와 ULOQ는 ±25% 이내이어야 한다. 검량선 표준시료의 75% 이상이, 최소 6개 농도 수준에서 이 기준을 충족하여야 한다. 이 요건은 앵커 검량선 표준시료에는 적용하지 않는다. 6개를 넘는 검량선 표준시료를 사용하고 그중 하나가 이 기준을 충족하지 못하면, 해당 검량선 표준시료를 기각하고 이를 제외한 검량선을 재평가하며 새로 회귀분석을 수행하여야 한다.

The back-calculated concentrations of the calibration standards should be within ±20% of the nominal value at each concentration level, except for the LLOQ and the ULOQ, for which it should be within ±25%. At least 75% of the calibration standards, with a minimum of 6 concentration levels, should fulfil this criterion. This requirement does not apply to anchor calibration standards. If more than 6 calibration standards are used and one of the calibration standards does not meet these criteria, this calibration standard should be rejected and the calibration curve without this calibration standard should be re-evaluated and a new regression analysis performed.

기각된 검량선 표준시료가 LLOQ이면, 해당 분석 런의 새로운 하한은 검량선에서 그다음으로 낮은 적합 검량선 표준시료가 된다. 가장 높은 검량선 표준시료가 기각되면, 해당 분석 런의 새로운 상한은 검량선에서 그다음으로 높은 적합 검량선 표준시료가 된다. 새로운 하한 및 상한 검량선 표준시료에는 원래의 허용기준(즉, 20%)을 그대로 적용한다. 조정된 검량 범위는 모든 QC(저농도, 중농도, 고농도)를 포함하여야 한다. 조정된 분석 범위를 벗어난 시험 시료는 재분석하여야 한다.

If the rejected calibration standard is the LLOQ, the new lower limit for this analytical run is the next lowest acceptable calibration standard of the calibration curve. If the highest calibration standard is rejected, the new upper limit for this analytical run is the next acceptable highest calibration standard of the calibration curve. The new lower and upper limit calibration standard will retain their original acceptance criteria (i.e., 20%). The revised calibration range should cover all QCs (low, medium and high). The study samples outside of the revised assay range should be reanalysed.

각 런에는 최소 3개 수준의 QC(저농도, 중농도, 고농도)가 포함되어야 한다. 시험 시료 분석 중 검량선 표준시료와 QC는 시험 시료당 사용하는 웰 수에 관하여 시험 시료 분석을 모사하여야 한다. QC의 2/3 이상과 각 농도 수준의 50% 이상이 각 농도 수준에서 이론값의 20% 이내이어야 한다. 이 기준의 예외는 타당한 근거를 갖추고 SOP 또는 시험계획서에 미리 정하여야 한다.

Each run should contain at least 3 levels of QCs (low, medium and high). During study sample analysis, the calibration standards and QCs should mimic the analysis of the study sample with regard to the number of wells used per study sample. At least 2/3 of the QCs and 50% at each concentration level should be within 20% of the nominal value at each concentration level. Exceptions to these criteria should be justified and predefined in the SOP or protocol.

채택된 모든 런의 QC에 대한 전체 평균 정확성 및 정밀성을 각 농도 수준에서 계산하여 분석 보고서에 보고하여야 한다. 전체 평균 정확성 및/또는 정밀성이 20%를 넘는 경우, 이 일탈의 원인을 규명하기 위해 추가 조사를 수행하여야 한다. 비교 생체이용률/생물학적동등성(BA/BE) 시험의 경우, 이는 데이터 기각으로 이어질 수 있다.

The overall mean accuracy and precision of the QCs of all accepted runs should be calculated at each concentration level and reported in the analytical report. In the case that the overall mean accuracy and/or precision exceeds 20%, additional investigations should be conducted to determine the cause(s) of this deviation. In the case of comparative BA/BE studies, it may result in the rejection of the data.

최소 2개의 QC 시료 수준이 시험 시료에서 측정된 농도 범위 안에 있어야 한다. 의도한 치료 용량에서 시료 분석을 시작한 후 시험 시료가 예상과 달리 검량선의 한쪽 끝에 몰려 있으면, 분석을 중단하고 시험 시료 분석을 계속하기 전에 표준 검량 범위를 좁히거나(즉, 부분 밸리데이션), 기존 QC 농도를 수정하거나, 관찰된 범위 안의 추가 농도 QC를 원래 검량선에 추가하여야 한다. 검량 범위 또는 QC 농도를 최적화하기 전에 분석한 시료는 재분석할 필요가 없다.

At least 2 QC sample levels should fall within the range of concentrations measured in study samples. At the intended therapeutic dose(s), if an unanticipated clustering of study samples at one end of the calibration curve is encountered after the start of sample analysis, the analysis should be stopped and either the standard calibration range narrowed (i.e., partial validation), existing QC concentrations revised, or QCs at additional concentrations added to the original curve within the observed range before continuing with study sample analysis. It is not necessary to reanalyse samples analysed before optimising the calibration curve range or QC concentrations.

시험 시료 재분석의 가능한 사유, 재분석 횟수, 보고할 값을 선택하는 판단 기준은 시험 시료 분석을 실제로 시작하기 전에 시험계획서, 시험 계획 또는 SOP에 미리 정하여야 한다.

Possible reasons for reanalysis of study samples, the number of reanalyses and the decision criteria to select the value to be reported should be predefined in the protocol, study plan or SOP, before the actual start of the analysis of the study samples.

재분석한 시료 수(및 전체 시료 수에 대한 백분율)를 생체시료 분석 보고서에 보고하고 고찰하여야 한다. 비교 BA/BE 시험의 경우, 기각된 런의 값은 별도의 표로 보고하여야 한다.

The number of samples (and percentage of total number of samples) that have been reanalysed should be reported and discussed in the Bioanalytical Report. For comparative BA/BE studies, a separate table should report values from rejected runs.

시험 시료 재분석 사유의 예는 다음과 같다.

Some examples of reasons for study sample reanalysis are:

비교 BA/BE 시험의 경우, 약동학(PK)적 사유(예: 시료 농도가 예상 프로파일에 맞지 않음)로 시험 시료를 재분석하는 것은 시험 결과를 편향시킬 수 있으므로 허용되지 않는다.

For comparative BA/BE studies, reanalysis of study samples for a PK reason (e.g., a sample concentration does not fit with the expected profile) is not acceptable, as it may bias the study result.

재분석한 시료는 생체시료 분석 보고서에 표시하고, 최초 값, 재분석 사유, 재분석에서 얻은 값, 최종 채택 값 및 채택 근거를 제시하여야 한다. 또한 사유별로 재분석한 전체 시료 수를 요약한 표를 제시하여야 한다. 첫 분석에서 보고할 수 없는 결과(예: ULOQ 초과 농도 또는 웰 간 과도한 변동)가 나온 경우에는 1회 재분석으로 충분한 것으로 본다. 시료 분석은 최초 분석과 같은 시험 시료당 웰 수를 기준으로 하여야 한다. 값을 확인해야 하는 경우(예: 측정 가능한 농도가 나온 투여 전 시료)에는 시료량이 허용하는 한 여러 번 측정하여야 한다.

The reanalysed samples should be identified in the Bioanalytical Report and the initial value, the reason for reanalysis, the values obtained in the reanalyses, the final accepted value and a justification for the acceptance should be provided. Further, a summary table of the total number of samples that have been reanalysed due to each reason should be provided. In cases where the first analysis yields a non-reportable result, a single reanalysis is considered sufficient (e.g., concentration above the ULOQ or excessive variability between wells). The analysis of the samples should be based on the same number of wells per study sample as in the initial analysis. In cases where the value needs to be confirmed, (e.g., pre-dose sample with measurable concentrations) multiple determinations are required where sample volume allows.

시험대상자의 안전은 임상시험의 다른 어떤 측면보다 우선하여야 한다. 따라서 조사 목적으로 특정 시험 시료를 재분석해야 하는 다른 상황이 있을 수 있다.

The safety of trial subjects should take precedence over any other aspect of the trial. Consequently, there may be other circumstances when it is necessary to reanalyse specific study samples for the purpose of an investigation.

시험 시료의 거동은 공 매트릭스에 첨가하여 조제하는, 분석법 밸리데이션에 사용한 검량선 표준시료 및 QC의 거동과 다를 수 있다. 단백질 결합, 알려진 대사체와 알려지지 않은 대사체의 역전환, 시료 불균질성, 병용 약물 또는 시험 시료에만 있는 생물학적 성분의 차이는 시험 시료 중 분석물질의 측정 농도에 영향을 줄 수 있다. ISR은 보고된 시료 중 분석물질 농도의 신뢰성을 확인하기 위한 것이다.

The performance of study samples may differ from that of the calibration standards and QCs used during method validation, which are prepared by spiking blank matrix. Differences in protein binding, back-conversion of known and unknown metabolites, sample inhomogeneity, concomitant medications or biological components unique to the study samples may affect measured concentrations of the analyte in study samples. ISR is intended to verify the reliability of the reported sample analyte concentrations.

ISR은 최소한 다음 상황에서 수행하여야 한다.

ISR should be performed at least in the following situations:

ISR은 해당 시험의 시료 일부를 같은 생체시료 분석법으로 서로 다른 날에 별도의(즉, 원래와 다른) 런에서 반복 분석하여 수행한다.

ISR is conducted by repeating the analysis of a subset of samples from a given study in separate (i.e., different to the original) runs on different days using the same bioanalytical method.

ISR의 규모는 분석물질과 시험 시료에 따라 달라지며, 분석법과 분석물질에 대한 깊은 이해를 바탕으로 정하여야 한다. 다만 최소한, 전체 시험 시료 수가 1000개 이하이면 시료의 10%를 재분석하여야 하고, 전체 시료 수가 1000개를 넘으면 처음 1000개 시료의 10%(100개)에 1000개를 넘는 시료 수의 5%를 더한 수를 평가하여야 한다.

The extent of ISR depends upon the analyte and the study samples and should be based upon an in-depth understanding of the analytical method and analyte. However, as a minimum, if the total number of study samples is less than or equal to 1000, then 10% of the samples should be reanalysed; if the total number of samples is greater than 1000, then 10% of the first 1000 samples (100) plus 5% of the number of samples that exceed 1000 samples should be assessed.

ISR 대상 시험 시료를 선정하는 객관적 기준은 시험계획서, 시험 계획 또는 SOP에 미리 정하여야 한다. 시험대상자/동물은 투여받은 시험 집단에서 가능한 한 무작위로 선정하여야 하지만, 농도 프로파일을 적절히 포괄하는 것이 중요하다. 따라서 ISR 시료는 최고 농도(Cmax) 부근에서 선정하고 일부는 소실기에서 선정하는 것이 권장된다. 또한 선정한 시료는 시험 전체를 대표하여야 한다.

Objective criteria for choosing the subset of study samples for ISR should be predefined in the protocol, study plan or an SOP. While the subjects/animals should be picked as randomly as possible from the dosed study population, adequate coverage of the concentration profile is important. Therefore, it is recommended that the samples for ISR be chosen around the maximum concentration (Cmax) and some in the elimination phase. Additionally, the samples chosen should be representative of the whole study.

시료를 혼합하면 이상 결과가 드러나지 않을 수 있으므로 시료를 혼합하지 않아야 한다. ISR 시료와 QC는 원래 분석과 같은 방식으로 처리하고 분석하여야 한다. ISR은 분석물질의 안정성 기간 안에 수행하되, 원래 분석과 같은 날에 수행해서는 안 된다.

Samples should not be pooled, as pooling may limit anomalous findings. ISR samples and QCs should be processed and analysed in the same manner as in the original analysis. ISR should be performed within the stability window of the analyte, but not on the same day as the original analysis.

최초 농도와 반복 분석에서 측정한 농도의 백분율 차이는 두 값의 평균을 기준으로 다음 식을 사용하여 계산하여야 한다.

The percent difference between the initial concentration and the concentration measured during the repeat analysis should be calculated in relation to their mean value using the following equation:

크로마토그래피 분석법의 경우, 반복 분석의 2/3 이상에서 백분율 차이가 ±20% 이내이어야 한다. LBA의 경우, 반복 분석의 2/3 이상에서 백분율 차이가 ±30% 이내이어야 한다.

For chromatographic methods, the percent difference should be within ±20% for at least 2/3 of the repeats. For LBAs, the percent difference should be within ±30% for at least 2/3 of the repeats.

전체 ISR 결과가 허용기준에 부적합하면 조사를 수행하고 원인을 시정하여야 한다. 조사를 개시하고 수행하는 방법을 규정한 SOP가 있어야 한다. 조사에서 부적합 원인을 찾지 못하면, ISR 부적합이 시험의 유효성에 미칠 수 있는 영향도 생체시료 분석 보고서에 제시하여야 한다. ISR이 허용기준을 충족하더라도 여러 시료의 결과 간에 크거나 체계적인 차이가 나타나면 분석상의 문제를 시사할 수 있으므로 이를 추가로 조사하는 것이 바람직하다.

If the overall ISR results fail the acceptance criteria, an investigation should be conducted and the causes remediated. There should be an SOP that directs how investigations are triggered and conducted. If an investigation does not identify the cause of the failure, the potential impact of an ISR failure on study validity should also be provided in the Bioanalytical Report. If ISR meets the acceptance criteria yet shows large or systemic differences between results for multiple samples, this may indicate analytical issues and it is advisable to investigate this further.

우려되는 경향의 예는 다음과 같다.

Examples of trends that are of concern may include:

ISR 평가의 모든 사항은 시험과 모든 조사를 재구성할 수 있도록 문서화하여야 한다. 원래 값과 크게 다른 개별 시료(예: >50%, “flyer”)는 원래 시료의 재분석을 유발하지 않아야 하며 조사할 필요도 없다. ISR 시료 데이터로 원래 시험 시료 데이터를 대체해서는 안 된다.

All aspects of ISR evaluations should be documented to allow reconstruction of the study and any investigations. Individual samples that are quite different from the original value (e.g., >50%, “flyers”) should not trigger reanalysis of the original sample and do not need to be investigated. ISR sample data should not replace the original study sample data.

부분 밸리데이션은 이미 완전 밸리데이션된 생체시료 분석법의 변경을 평가한다. 부분 밸리데이션의 범위는 1회의 런 내 정확성 및 정밀성 측정 정도에서부터 거의 완전한 밸리데이션까지 다양할 수 있다. 한 시설에서 안정성이 확립되었다면 다른 시설에서 반드시 반복할 필요는 없다.

Partial validations evaluate modifications to already fully validated bioanalytical methods. Partial validation can range from as little as one within-run accuracy and precision determination, to a nearly full validation. If stability is established at one facility it does not necessarily need to be repeated at another facility.

크로마토그래피 분석법의 경우, 이 범주에 해당하는 대표적인 생체시료 분석법 변경에는 다음 상황이 포함되며 이에 한정되지 않는다.

For chromatographic methods, typical bioanalytical method modifications or changes that fall into this category include, but are not limited to, the following situations:

LBA의 경우, 이 범주에 해당하는 대표적인 생체시료 분석법 변경에는 다음 상황이 포함되며 이에 한정되지 않는다.

For LBAs, typical bioanalytical method modifications or changes that fall into this category include, but are not limited to, the following situations:

부분 밸리데이션의 항목은 완전 밸리데이션 기준을 충족하여야 한다. 이 기준을 충족하지 못하면 추가 조사와 밸리데이션이 필요하다.

The parameters of the partial validations should meet the full validation criteria. If these criteria are not satisfied, additional investigation and validation is warranted.

여러 생체시료 분석법 및/또는 여러 생체시료 분석 시험실이 관여하는 경우, 보고된 데이터가 서로 어떻게 관련되는지 입증하기 위해 교차 밸리데이션이 필요하다.

Cross validation is required to demonstrate how the reported data are related when multiple bioanalytical methods and/or multiple bioanalytical laboratories are involved.

교차 밸리데이션은 다음 상황에서 필요하다.

Cross validation is required under the following situations:

서로 다른 완전 밸리데이션된 분석법으로 데이터를 얻었으나 이 데이터를 여러 시험에 걸쳐 통합하지 않는 경우에는 일반적으로 교차 밸리데이션이 필요하지 않다.

If data are obtained from different fully validated methods, and these data are not to be combined across studies, cross validation is not generally required.

교차 밸리데이션은 가능하면 시험 시료를 분석하기 전에 수행하여야 한다.

Cross validation should be performed in advance of study samples being analysed, if possible.

교차 밸리데이션은 같은 QC 세트(저농도, 중농도, 고농도)를 최소 3반복으로, 그리고 시험 시료 농도 범위에 걸친 시험 시료(확보 가능한 경우)(n≥30)를 두 분석법 모두로 또는 두 시험실 모두에서 측정하여 평가하여야 한다.

Cross validation should be assessed by measuring the same set of QCs (low, medium and high) at least in triplicate and study samples (if available) that span the study sample concentration range (n≥30) with both methods, or in both laboratories.

편향은 Bland-Altman 플롯 또는 Deming 회귀로 평가할 수 있다. 두 분석법 간 일치도를 평가하는 데 적절한 다른 방법(예: 일치 상관계수)도 사용할 수 있다. 또는 편향을 평가하기 위해 각 분석법으로 분석한 시험 시료의 농도-시간 곡선을 그려볼 수 있다.

Bias can be assessed by Bland-Altman plots or Deming regression. Other methods appropriate for assessing agreement between two methods (e.g., concordance correlation coefficient) may be used too. Alternatively, the concentration vs. time curves for study samples could be plotted for samples analysed by each method to assess bias.

하나의 비교 BA/BE 시험을 수행하면서 같은 분석물질 측정에 여러 생체시료 분석법을 사용하는 것은 강력히 권장되지 않는다.

The use of multiple bioanalytical methods for the measurement of the same analyte in the conduct of one comparative BA/BE study is strongly discouraged.

내인성 분자이기도 한 분석물질(예: 대체 요법)의 경우, 분석법이 치료제와 내인성 분자를 구별하지 못하면 분석물질 측정의 정확성 확보가 어렵다. 또한 분석물질의 내인성 농도는 연령, 성별, 인종, 일중 변동, 질병 또는 약물 치료의 부작용으로 달라질 수 있다. 이 항에서는 내인성 분자이기도 한 분석물질의 농도를 평가하는 데 사용할 수 있는 몇 가지 접근법을 설명한다. 참고로, 바이오마커는 이 가이드라인의 적용 범위에 해당하지 않는다.

For analytes that are also endogenous molecules (e.g., replacement therapies), the accuracy of the measurement of the analytes poses a challenge when the method cannot distinguish between the therapeutic agent and the endogenous molecule. Furthermore, the endogenous levels of the analyte may vary because of age, gender, race, diurnal variations, illness or as side effect of drug treatment. This section describes some of the approaches that may be used to assess concentrations of analytes that are also endogenous molecules. As a reminder, biomarkers are outside of the scope of this guideline.

확보 가능하다면, 검량선 표준시료와 QC 조제에 사용하는 생체 매트릭스는 시험 시료와 같아야 하며(즉, 실제 생체 매트릭스), 3항과 4항에서 설명한 바와 같이 매트릭스 효과와 간섭이 없어야 한다. 선택한 생체 매트릭스 중 내인성 농도는 적절한 신호 대 잡음비를 얻을 수 있을 만큼 낮아야 한다(예: LLOQ의 20% 미만).

If available, biological matrix to prepare calibration standards and QCs should be the same as the study samples (i.e., authentic biological matrix) and it should be free of matrix effect and interference, as described in Sections 3 and 4. The endogenous concentration in the biological matrix chosen should be low enough to obtain an adequate signal-to-noise ratio (e.g., <20% of the LLOQ).

간섭이 없는 매트릭스를 확보할 수 없는 경우, 시험 시료 중 분석물질 농도를 계산하는 데 다음 접근법을 사용할 수 있다. 1) 대체 매트릭스 접근법, 2) 대체 분석물질 접근법, 3) 배경값 차감 접근법, 4) 표준물첨가 접근법.

In those cases where matrices without interference are not available, the following approaches can be used to calculate the concentration of the analyte in the study samples: 1) the surrogate matrix approach, 2) the surrogate analyte approach, 3) the background subtraction approach and 4) the standard addition approach.

내인성 화합물이기도 한 분석물질에 대한 분석법의 밸리데이션에는 3항 및 4항에 제시된 밸리데이션에 더하여 다음 사항을 고려하여야 한다.

Validation of an analytical method for an analyte that is also an endogenous compound will require the following considerations, in addition to the validation shown in the Sections 3 and 4.

QC 시료를 조제하기 전에 생체 매트릭스 중 분석물질의 내인성 농도를 평가하여야 한다. 간섭하는 내인성 분석물질의 농도가 가능한 한 가장 낮은 매트릭스를 사용하여야 한다. QC 시료의 농도는 실제 매트릭스 중의 내인성 농도를 고려하여야 하며, 예상되는 시험 시료 농도를 대표하여야 한다.

The endogenous concentrations of the analyte in the biological matrix should be evaluated prior to QC preparation. The matrices with the lowest possible level of the interfering endogenous analyte should be used. The concentrations of the QCs should account for the endogenous concentrations in the authentic matrix and be representative of the expected study sample concentrations.

QC 시료는 시험 시료와 유사하여야 하며 동일한 매트릭스로 조제하여야 한다. 원칙적으로 밸리데이션에 사용하는 모든 QC 농도는 실제 생체 매트릭스의 분취물로서, 스파이킹하지 않은 것(가능하면 LLOQ와 저농도 QC 사이의 농도를 갖는 내인성 QC)과 실제 분석물질을 알려진 양만큼 스파이킹한 것(저농도 QC, 중농도 QC 및 고농도 QC)이어야 한다. 스파이킹한 시료(예: LLOQ, 저농도 QC)에서 첨가량은 내인성 농도보다 3배 높거나 통계적으로 다른 농도를 제공하기에 충분하여야 한다. 여러 로트, 다른 공급업체, 분석물질 농도가 더 낮을 수 있는 특수 집단의 매트릭스 등의 대안을 써도 계속하여 내인성 농도가 너무 높아 실제 매트릭스로 저농도 QC를 조제할 수 없는 매트릭스만 얻어진다면, 희석한(대체) 매트릭스를 사용할 수 있다.

The QCs should resemble study samples and should be prepared in the same matrix. In principle, all QC concentrations used for validation should be aliquots of the authentic biological matrix unspiked (endogenous QC with a concentration between LLOQ and low QC, if possible) and spiked with known amounts of the authentic analyte (low QC, middle QC and high QC). In spiked samples (e.g., LLOQ, low QC), the added amount should be enough to provide concentrations that are three-fold higher or statistically different from the endogenous concentration. If options such as multiple lots, alternative vendors and matrices of special populations that might contain a lower concentration of the analyte continue to yield matrices in which the endogenous levels are so high that it is not possible to prepare the low QC in the authentic matrix, diluted (surrogate) matrix may be used.

간섭이 없는 매트릭스가 없으므로 선택성 평가는 복잡하다. 크로마토그래피의 경우, 분석법 밸리데이션의 일부로서 여러 공여자로부터 얻은 매트릭스(정상 블랭크 6개 이상, 용혈 블랭크 1개 및 지질혈증 블랭크 1개)를 판별력 있는 검출 시스템(예: 탠덤 질량분석법(MS/MS))으로 분석하여 피크 순도를 조사하여야 한다. 과학적 원리에 따라 타당성이 입증되면 다른 접근방식도 고려할 수 있다.

The assessment of selectivity is complicated by the absence of interference-free matrix. For chromatography, peak purity should be investigated as part of method validation by analysing matrices obtained from several donors (at least six normal blanks, one haemolysed blank and one lipemic blank) using a discriminative detection system (e.g., tandem mass spectrometry (MS/MS)). Other approaches, if justified by scientific principles, may also be considered.

표준물질 첨가 접근방식과 배경 차감 접근방식에서는 시험 시료와 검량선 표준시료에 동일한 생체 매트릭스와 분석물질을 사용하므로, 시험 시료와 검량선 표준시료에서 동일한 회수율과 매트릭스 효과가 나타난다. 그러나 내인성 성분이 완전히 동일하지 않다면(예: 재조합 단백질) 회수율의 잠재적 차이를 평행성 시험으로 평가하여야 한다. 대체 매트릭스 접근방식과 대체 분석물질 접근방식에서는 검량선 표준시료와 시험 시료 사이에 매트릭스 효과와 추출 회수율이 다를 수 있다. 매트릭스 효과가 주로 LLOQ 수준에서 정확성과 정밀성에 영향을 미치지 않음을 보증하기 위하여 매트릭스 효과를 평가하여야 한다.

For the Standard Addition and Background Subtraction Approaches, as the same biological matrix and analyte are used for study samples and calibration standards, the same recovery and matrix effect occurs in the study samples and the calibration standards. However, if the endogenous component were not completely identical (e.g., recombinant proteins) the potential difference in recovery should be assessed in a parallelism test. For the Surrogate Matrix and Surrogate Analyte Approaches, the matrix effect and the extraction recovery may differ between calibration standards and study samples. Matrix effect should be evaluated to ensure that it does not impact accuracy and precision, mainly at LLOQ level.

크로마토그래피 및 LBA의 허용기준은 각각 3항 및 4항을 참조한다. 생체 매트릭스의 조성이 분석법 성능에 영향을 줄 수 있으므로, 각 시료를 자체 검량선으로 분석하는 표준물질 첨가 접근방식을 제외하고는 6명(크로마토그래피 분석법)/10명(LBA) 이상의 서로 다른 공여자로부터 얻은 매트릭스를 조사하여야 한다.

Refer to Sections 3 and 4 for the acceptance criteria for chromatography and LBAs, respectively. Since the composition of the biological matrix might affect method performance, it is necessary to investigate matrices from at least six (chromatographic methods)/ten (LBA) different donors, except in the Standard Addition Approach, where each sample is analysed with its own calibration curve.

평행성은 분석법 범위 전체에 걸쳐 분석물질 농도의 주어진 변화에 따라 관찰되는 반응 변화가 대체 매트릭스와 실제 생체 매트릭스에서 동등함을 보증한다. 대체 매트릭스 접근방식과 대체 분석물질 접근방식에서는 평행성을 평가하여야 하며, LBA와 크로마토그래피 분석법에서 평행성을 평가하는 방법이 다르다는 점을 고려한다.

Parallelism assures that observed changes in response per given changes in analyte concentrations are equivalent for the surrogate and the authentic biological matrix across the range of the method. Parallelism should be evaluated in the Surrogate Matrix and Surrogate Analyte Approaches, taking into account that parallelism is assessed differently in LBA and chromatographic methods.

정확성과 정밀성은 크로마토그래피 및 LBA에 대하여 각각 3항 및 4항에 규정된 기준을 충족하여야 한다. 대체 매트릭스 또는 대체 분석물질 접근방식을 사용하는 경우, QC를 대체 검량선에 대하여 분석하여 정확성과 정밀성을 평가하여야 한다.

Accuracy and precision should meet criteria specified in Sections 3 and 4 for chromatography and LBAs, respectively. In case of using a surrogate matrix or analyte approaches, the assessment of accuracy and precision should be performed by analysing the QCs against the surrogate calibration curve.

블랭크 매트릭스 중 내인성 분자의 농도를 측정하여 스파이킹한 시료에서 관찰된 총 농도에서 차감할 수 있다. 분석물질의 내인성 농도를 함유한 매트릭스에 실제 분석물질을 스파이킹하여 QC를 조제한 경우, 다음 식을 사용하여 정확성을 계산하는 것이 권장된다.

The concentration of the endogenous molecule in the blank matrix may be determined and subtracted from the total concentrations observed in the spiked samples. Accuracy is recommended to be calculated using the following formula when QCs are spiked with the authentic analyte in the matrix containing endogenous levels of the analyte:

스파이킹하지 않은/내인성 QC 각각의 분석으로부터는 정밀성만 구할 수 있다.

Only the precision can be determined from the analysis of each unspiked/endogenous QC.

시험 시료를 가능한 한 모사하기 위하여, 안정성 실험은 실제 생체 매트릭스 중의 실제 분석물질로, 그리고 스파이킹하지 않은/내인성 QC(내인성 분자를 함유한 블랭크 매트릭스)와 함께 7.1.1항에 정의된 스파이킹한 저농도 QC 및 고농도 QC로 조사하여야 한다. 그러나 검량선 표준시료에 대체 매트릭스를 사용하는 경우, 대체 매트릭스 중의 안정성은 실제 생체 매트릭스 중의 안정성과 다를 수 있으므로 대체 매트릭스 중 분석물질의 안정성도 입증하여야 한다.

To mimic study samples as much as possible, stability experiments should be investigated with the authentic analyte in the authentic biological matrix and with unspiked/endogenous QCs (blank matrix with endogenous molecule) as well as spiked low QC and high QCs as defined in Section 7.1.1. However, if a surrogate matrix is used for calibration standards, stability should also be demonstrated for the analyte in the surrogate matrix, as this could differ from stability in the authentic biological matrix.

평행성은 희석이 분석물질 측정에 미치는 영향을 검출하기 위한, 검량선과 단계 희석한 시험 시료 사이의 평행 관계로 정의된다. PK 평가를 위한 생체시료 분석법에서 평행성 결여는 드물게 일어나지만, LBA의 평행성은 사례별로, 예를 들어 시험 시료 분석 중 매트릭스 성분(예: 내인성 결합 단백질의 존재)에 의한 간섭이 의심되는 경우에 평가하여야 한다. 평행성 조사 또는 이를 실시하지 않은 타당성을 생체시료 분석 보고서에 포함하여야 한다. 어떤 분석법은 한 환자 집단에서는 평행성을 보이지만 다른 집단에서는 그렇지 않을 수 있다. 분석법 개발이나 밸리데이션 중에는 시험 시료를 확보할 수 없으므로, 일반적으로 이러한 실험은 시험 시료 분석 중에 수행하여야 한다.

Parallelism is defined as a parallel relationship between the calibration curve and serially diluted study samples to detect any influence of dilution on analyte measurement. Although lack of parallelism is a rare occurrence for bioanalytical methods for PK evaluation, parallelism of LBA should be evaluated on a case-by-case basis, e.g., where interference caused by a matrix component (e.g., presence of endogenous binding protein) is suspected during study sample analysis. Parallelism investigations, or the justification for its absence, should be included in the Bioanalytical Report. Some methods may demonstrate parallelism for one patient population, but lack it for another population. Generally, these experiments should be conducted during the analysis of the study samples due to the unavailability of study samples during method development or validation.

고농도(가급적 Cmax에 가까운) 시험 시료를 블랭크 매트릭스로 3개 이상의 농도로 희석하여야 한다. 희석 계열 내 시료들 사이에서 역산 농도의 일관성은 30% CV를 초과하지 않아야 한다. 그러나 30% 기준을 적용할 때, 이 기준을 통과한 결과라도 비평행성 경향을 보일 수 있으므로 데이터를 주의 깊게 모니터링하여야 한다. 시료가 선형적으로 희석되지 않는(즉, 비평행적인) 경우를 대비하여 결과를 보고하는 절차를 사전에 규정하여야 한다.

A study sample with a high concentration (preferably close to Cmax) should be diluted to at least three concentrations with blank matrix. The consistency of the back calculated concentrations between samples in a dilution series should not exceed 30% CV. However, when applying the 30% criterion, data should be carefully monitored as results that pass this criterion may still reveal trends of non-parallelism. In the case that the sample does not dilute linearly (i.e., in a non-parallel manner), a procedure for reporting a result should be defined a priori.

시료 추출을 사용하는 분석법의 경우 회수율(추출 효율)을 평가하여야 한다. 회수율은 분석법의 시료 추출 및 처리 단계를 거친 분석물질의 양을 알려진 양에 대한 백분율로 보고한다. 회수율은 분석물질을 스파이킹한 후 처리한 생체 시료의 분석물질 반응을, 처리한 후 분석물질을 스파이킹한 생체 블랭크 시료의 반응과 비교하여 구한다. 분석물질의 회수율이 100%일 필요는 없으나, 분석물질과 IS(사용하는 경우)의 회수율 정도는 일관되어야 한다. 회수율 실험은 여러 농도, 일반적으로 3개 농도(저, 중, 고)에서 추출한 시료의 분석 결과를 비교하여 수행하는 것이 권장된다.

For methods that employ sample extraction, the recovery (extraction efficiency) should be evaluated. Recovery is reported as a percentage of the known amount of an analyte carried through the sample extraction and processing steps of the method. Recovery is determined by comparing the analyte response in a biological sample that is spiked with the analyte and processed, with the response in a biological blank sample that is processed and then spiked with the analyte. Recovery of the analyte does not need to be 100%, but the extent of recovery of an analyte and of the IS (if used) should be consistent. Recovery experiments are recommended to be performed by comparing the analytical results for extracted samples at multiple concentrations, typically three concentrations (low, medium and high).

최소 필요 희석배수(MRD)는 LBA를 사용한 분석에서 배경 신호나 매트릭스 간섭을 줄이기 위하여 완충액으로 희석하는 시료에 적용하는 희석배수이다. MRD는 검량선 표준시료와 QC를 포함한 모든 시료에 동일하여야 하며, 분석법 개발 중에 결정하여야 한다. 분석법 확립 후 MRD를 변경하면 부분 밸리데이션이 필요하다. MRD는 해당 분석법의 밸리데이션 보고서에 규정하여야 한다.

MRD is a dilution factor employed in samples that are diluted with buffer solution to reduce the background signal or matrix interference on the analysis using LBA. The MRD should be identical for all samples including calibration standards and the QCs and it should be determined during method development. If MRD is changed after establishment of the method, partial validation is necessary. MRD should be defined in the Validation Report of the analytical method.

상용 키트 또는 진단 키트(이하 키트)는 현장 환자 진단을 위해 새로운 화학의약품 또는 생물의약품과 함께 공동 개발되기도 한다. 이 가이드라인의 이 항에 제시된 권고사항은 현장 환자 진단용 키트(예: 동반 진단 키트 또는 보완 진단 키트)의 개발에는 적용되지 않는다. 이러한 키트 개발에 대한 규제 기대사항은 해당 가이드라인 문서를 참조한다.

Commercial or diagnostic kits (referred to as kits) are sometimes co-developed with new chemical or biological drugs for point-of-care patient diagnosis. The recommendations in this section of the guideline do not apply to the development of kits that are intended for point-of-care patient diagnosis (e.g., companion or complimentary diagnostic kits). Refer to the appropriate guideline documents regarding regulatory expectations for the development of these kits.

신청자가 신약 개발 중 화학의약품 또는 생물의약품 농도를 측정하기 위하여 (새 분석법을 개발하는 대신) 키트의 용도를 변경하거나 "연구용(research use only)" 키트를 사용하는 경우, 신청자는 키트 밸리데이션을 평가하여 이 가이드라인에 기술된 의약품 개발 기준에 부합함을 보증하여야 한다.

If an applicant repurposes a kit (instead of developing a new method) or utilises “research use only” kits to measure chemical or biological drug concentrations during the development of a novel drug, the applicant should assess the kit validation to ensure that it conforms to the drug development standards described in this guideline.

키트 분석의 밸리데이션 고려사항에는 다음이 포함되며, 이에 국한되지 않는다.

Validation considerations for kit assays include, but are not limited to, the following:

의약품 개발 초기부터 새로운 기술 또는 대체 기술을 유일한 생체시료 분석 기술로 사용하는 경우, 기존 기술과의 교차 밸리데이션은 필요하지 않다.

When a new or alternative technology is used as the sole bioanalytical technology from the onset of drug development, cross validation with an existing technology is not required.

한 의약품의 개발에 서로 다른 두 가지 생체시료 분석 기술을 사용하면 동일 제품에 대해 해석하기 어려운 데이터가 생성될 수 있다. 이러한 결과는 한 플랫폼에서 얻은 약물 농도가 다른 플랫폼에서 얻은 농도와 다를 때 발생할 수 있다. 따라서 새로운 분석 플랫폼 또는 대체 분석 플랫폼이 의약품 개발에 사용되던 이전 플랫폼을 대체하는 경우, 잠재적 차이를 충분히 이해하는 것이 중요하다. 이전 플랫폼/기술에서 생성된 데이터는 새로운 또는 대체 플랫폼/기술의 데이터와 교차 밸리데이션하여야 한다. 의약품 개발 초기에 규제당국의 의견을 구하는 것이 권장된다. 비교 BA/BE 시험 내에서 두 가지 분석법 또는 기술을 사용하는 것은 강력히 권장하지 않는다.

The use of two different bioanalytical technologies for the development of a drug may generate data for the same product that could be difficult to interpret. This outcome can occur when one platform generates drug concentrations that differ from those obtained with another platform. Therefore, when a new or alternative analytical platform is replacing a previous platform used in the development of a drug it is important that the potential differences are well understood. The data generated from the previous platform/technology should be cross validated to that of the new or alternative platform/technology. Seeking feedback from the regulatory authorities is encouraged early in drug development. The use of two methods or technologies within a comparative BA/BE study is strongly discouraged.

규제 대상 생체시료 분석에서 새로운 기술을 사용하는 경우, 분석법 개발에 근거하여 사전에 설정하고 밸리데이션에서 검증한 허용기준으로 뒷받침하여야 한다.

The use of new technology in regulated bioanalysis should be supported by acceptance criteria established a priori based on method development and verified in validation.

건조 매트릭스 방법(DMM)은 약물 분석을 위한 미량 채혈(microsampling) 기법으로서 채혈량 감소와 채취·보관·운송의 용이성 같은 이점을 제공하는 시료 채취 방법론이다. LC-MS 또는 LBA에 대한 통상적인 분석법 밸리데이션에 더하여, 허가 신청을 뒷받침하는 시험에 DMM을 사용하기 전에 다음과 같은 이 시료 채취 방식에 대한 추가 밸리데이션이 필요하다.

Dried matrix methods (DMM) is a sampling methodology that offers benefits such as collection of reduced blood sample volumes as a microsampling technique for drug analysis and ease of collection, storage and transportation. In addition to the typical methodological validation for LC-MS or LBA, use of DMM necessitates further validation of this sampling approach before using DMM in studies that support a regulatory application, such as:

임상시험 또는 비임상시험에서 DMM을 동일 시험 내 통상적인 액상 방식(예: 액상 혈장 시료)과 함께 사용하는 경우, 이 두 방법을 기술된 바와 같이 교차 밸리데이션하여야 한다(6.2항 참조). 비임상 TK 시험에 대하여는 ICH S3A Q&A의 4.1항을 참조한다. 의약품 개발 초기에 해당 규제당국의 의견을 구하는 것이 권장된다.

When DMM is used for clinical or nonclinical studies in addition to typical liquid approaches (e.g., liquid plasma samples) in the same studies, these two methods should be cross validated as described (Refer to Section 6.2). For nonclinical TK studies, refer to Section 4.1 of ICH S3A Q&A. Feedback from the appropriate regulatory authorities is encouraged in early drug development.

일반 및 특정 SOP와 우수한 기록 관리는 적절하게 밸리데이션된 분석법에 필수적이다. 생체시료 분석법 밸리데이션에서 생성된 데이터는 문서화하여 데이터 감사 및 실사 시 이용할 수 있어야 한다. 표 1에는 규제당국에 제출하도록 권장되는 문서와 실사 시 분석 기관에 비치하여야 하는 문서가 기술되어 있다. 이 문서는 분석 기관 또는 다른 안전한 장소에 보관할 수 있다. 이 경우 요청 시 문서를 즉시 이용할 수 있어야 한다.

General and specific SOPs and good record keeping are essential to a properly validated analytical method. The data generated for bioanalytical method validation should be documented and available for data audit and inspection. Table 1 describes the recommended documentation for submission to the regulatory authorities and documentation that should be available at the analytical site at times of inspection. This documentation may be stored at the analytical site or at another secure location. In this case the documentation should be readily available when requested.

시험을 수행·보고된 그대로 재구성하는 데 필요한 모든 관련 문서는 안전한 환경에서 유지하여야 한다. 관련 문서에는 원자료, 계획서 및 보고서, 절차·운영·환경 관련 사항을 뒷받침하는 기록, 모든 관련 당사자 간의 서신 기록이 포함되며, 이에 국한되지 않는다.

All relevant documentation necessary for reconstructing the study as it was conducted and reported should be maintained in a secure environment. Relevant documentation includes, but is not limited to, source data, protocols and reports, records supporting procedural, operational, and environmental concerns and correspondence records between all involved parties.

문서 형식(즉, 종이 또는 전자)과 관계없이 기록은 해당 사건과 동시에 작성되어야 하며, 이후의 수정이 원래 데이터를 가려서는 안 된다. 데이터 변경 또는 재처리의 근거는 충분히 상세하게 문서화하여야 하며, 원래 기록은 유지하여야 한다.

Regardless of the documentation format (i.e., paper or electronic), records should be contemporaneous with the event and subsequent alterations should not obscure the original data. The basis for changing or reprocessing data should be documented with sufficient detail, and the original record should be maintained.

요약 정보에는 국제공통기술문서(CTD 또는 전자 CTD, eCTD)의 2.6.4/2.7.1항 또는 보고서에 다음 항목을 포함하여야 한다.

Summary information should include the following items in Section 2.6.4/2.7.1 of the Common Technical Document (CTD; or electronic CTD, eCTD)) or reports:

표 1에는 밸리데이션 보고서 및 생체시료 분석 보고서에 권장되는 문서가 기술되어 있다.

Table 1 describes the recommended documentation for the Validation and Bioanalytical Reports.